Biota presente en el humedal Turberas de Galilea II, departamento del Tolima

Study Extent

El proyecto se ejecutó en el humedal Turberas de Galilea II, ubicado en el municipio de Villarrica, departamento del Tolima. Pertenece a la unidad hidrográfica río Negro que, a su vez, tributa sus aguas a la subzona hidrográfica río Prado (IDEAM, 2013); comprende un área inundable aproximada de 17.66 ha y una altura promedio de 1452 m.s.n.m.

Sampling

AVIFAUNA: Para realizar el inventario de las especies de aves registradas en el área, se implementaron dos metodologías según lo propuesto por Ralph et al. (1996), con el objetivo de abarcar una mayor área circundante al humedal. HERPETOFAUNA: El muestreo se realizó mediante la técnica de búsqueda libre, sin restricciones, por encuentro visual. ICTIOFAUNA: Los individuos se colectaron mediante el empleó la electropesca. MACROINVERTABRADOS: Para la colecta de individuos se empleó una red D-Net y un juego de tamices. Diferentes replicas se realizaron para la colecta de las muestras en función de los microhábitats encontrados (plantas sumergidas, emergentes y flotantes). MASTOFAUNA: La metodología utilizada se basó en la propuesta por García et al. (2015), establecida para mamíferos voladores y no voladores. FLORA: Para la colecta del material vegetal en el humedal, se utilizó la técnica propuesta por Villareal et al. (2004). PLANCTON: Se utilizaron redes de malla fina. Para la determinación taxonómica, se revisaron claves específicas.

Quality Control

En el proceso de estructuración y validación de los datos, se realizó el control de la calidad de la información. A continuación, se enumeran los procesos asociados a esta actividad: 1. Revisión de la información documentada asociada a los datos biológicos; 2. Estructuración de los datos en el estándar Darwin Core (DwC) según elementos, definiciones y vocabularios controlados; 3. Validación y limpieza de la información consignada en el DwC, 3.1. Corrección de errores de tipeo, para esta tarea se usó OpenRefine, adicionalmente se identificaron datos erróneos como sinonimias, con el uso de Species Matching, COL | The Catalogue of Life; 4. Finalmente, la base datos DwC se validó haciendo uso del Validador de datos - GBIF.

Method steps

1. Se realizó el inventario de las aves, herpetos, mamíferos, peces, macroinvertebrados acuáticos, plancton y flora presente en el humedal Turberas de Galilea II, para ello se llevó a cabo la siguiente estrategia metodológica: AVIFAUNA i. Trabajo de campo: i.i. Redes de niebla. En zonas cercanas al humedal se extendieron cinco redes de niebla de 2.5 m de alto x 12 m de largo y 36 mm de malla, según el procedimiento descrito por Ralph et al. (1996). La instalación de las redes se realizó poco antes de iniciar el muestreo (Wunderle, 1994) y se abrieron en los 15 minutos siguientes al amanecer. La revisión se llevó a cabo en intervalos de 30 minutos para asegurar la integridad de los ejemplares (NABC, 2003); Ralph et al. 2008). Las redes se abrieron durante un día en horario de 06:00-11:00 y 15:00-18:00, para conseguir un esfuerzo de 40 horas red/muestreo. La extracción de las aves capturadas se realizó bajo los métodos de sujeción del cuerpo y la técnica de patas primero, descritas por Ralph et al. (1993) y Ralph et al. (1996), la cual proporciona agilidad en la extracción de los individuos y garantiza su integridad. A cada uno de los individuos capturados, se les registraron los datos relacionados con edad, condición física, estado reproductivo y medidas morfométricas, los cuales fueron consignados en formatos de campo siguiendo las recomendaciones de la North American Banding Council (NABC, 2003) y Ralph et al. (2008). Una vez procesadas, las aves fueron liberadas no obstante, algunos individuos fueron colectados, preparados e ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima (CZUT-OR); i.ii. Conteo por puntos. Mediante el uso de binoculares, se contaron, identificaron y registraron las aves detectadas desde un sitio definido o “punto de conteo”. Cada punto (en total cinco) abarcó una superficie circular de 50 m de radio y dentro de este se contaron todas las aves avistadas y escuchadas a lo largo de diez minutos, anotándolas en el orden en que fueron detectadas, junto con los datos correspondientes a localidad: número del punto, fecha, hora, coordenadas, tipo de registro (visual y/o auditivo), nombre de la especie, número de individuos, hábitat y distancia del individuo al borde del agua (Modificado de Ralph et al., 1996). Una vez pasado el tiempo, se realizó un nuevo muestreo en el punto de conteo consecutivo, procurando causar el mínimo de perturbación a las aves e iniciando el conteo desde la llegada al lugar, con el fin de evitar contar a un mismo individuo en puntos de conteo diferentes, estos estuvieron separados entre sí a una distancia aproximada de 100 m (Ralph et al. 1996). Debido a que en ocasiones la identificación in situ de algunas especies resultó difícil, se procedió a ubicar el individuo mediante el método de “Búsqueda Intensiva” (Ralph et al., 1996), con el fin de fotografiarlo para su posterior identificación. ii. Trabajo de laboratorio: Para la determinación hasta el nivel de especie de los individuos capturados en campo y los observados en los puntos de conteo (u observaciones libres), se emplearon las guías de Hilty y Brown (2001), Restall et al. (2006), McMullan et al. (2010) y Ayerbe (2018). El listado general de las aves siguió la nomenclatura y orden taxonómico sugerido por Remsen et al. (2019). Los individuos colectados fueron preparados e ingresados a la Colección de referencia (CZUT-OR) como pieles redondas acorde a la metodología convencional de las colecciones científicas propuesta por Villareal et al. (2004). A cada uno de los individuos se le registró la información correspondiente a su peso, sexo, tamaño/desarrollo gonadal, coloración de las gónadas, cantidad de grasa subcutánea, estado de la osificación del cráneo, número de colector, número de catálogo y comentarios. iii. Análisis de Datos. Se calculó la abundancia relativa a nivel de órdenes, familia y especies de aves registradas. Asimismo, a cada uno de los registros de aves obtenidos mediante las metodologías empleadas, se les documentó la categoría ecológica siguiendo las recomendaciones de Stiles y Bohórquez (2000).
2. HERPETOFAUNA i. Métodos de campo. Se evaluaron aquellas áreas cercanas a cuerpos de agua, así como microhábitats predispuestos para encontrar anfibios o reptiles, como troncos, rocas, arbustos, entre otros (Heyer et al., 1994). El muestreo tuvo una periodicidad alternada en los distintos períodos del día: en horas de la mañana, entre las 6:00 a las 8:00 con el fin de detectar aquellas especies de hábitos diurnos como los pertenecientes a la familia Dendrobatidae; en horas del mediodía, entre las 11:00 y las 14:00 para aquellos reptiles, principalmente lagartos, que se exhiben y posan con el fin de termoregularse. Y en la noche entre las 18:00 y las 22:00, para organismos que demuestran una mayor actividad nocturna (Angulo et al., 2006). Los animales colectados fueron fotografiados, realizando anotaciones en libreta de campo de su coloración en vida, descripción de caracteres morfológicos determinantes, caracteres morfométricos como Longitud rostro cloaca (LRC), empleando un calibrador digital Mitutoyo ABSOLUTE. Adicionalmente, se tomó registro del despliegue vocal que pueda estar efectuándose empleando una grabadora TASCAM DR100, así como la descripción general del lugar de encuentro, georreferenciando al individuo empleando un GPS GARMIN 62s, teniendo en cuenta la hora de captura, presencia de cuerpos de agua, tipo de sustrato donde se encontraba, condiciones climáticas, temperatura del ambiente y humedad relativa, empleando un termohigrómetro y la actividad que realizaban al momento de la captura. Los animales colectados fueron fotografiados y determinados, se realizaron anotaciones respecto a su coloración en vida y la actividad que realizaba al momento de la captura. Aquellos individuos seleccionados se sacrificaron mediante técnica de punción cardiaca con roxicaina al 2%, para las serpientes y animales de tamaño considerable, para el resto de los anfibios, debido a la capacidad de respirar a través de la piel, fueron sacrificados empleando garhocaína benzocaina al 20%, hasta evidenciar inmovilidad y disminución total de pulsaciones. Se tomó muestra de tejido, muscular, cardiaco o hepático, destinado a investigación molecular. Los organismos sacrificados se dispusieron en bandejas plásticas con papel filtro y absorbente impregnados con formol al 10%, acomodando los especímenes en la mejor posición natural con el fin de evaluar sus caracteres morfológicos apropiadamente (Heyer et al., 1994; Angulo et al., 2006). ii. Métodos de laboratorio: Los individuos colectados se transportaron al laboratorio de Zoología de la Universidad del Tolima, mantenidos en formol al 10% hasta pasado los tiempos de fijación (15 días reptiles, 5-10 días anfibios), posteriormente, se desarrolló la eliminación del fijador, de acuerdo al protocolo propuesto por McDiarmid (1994), a través de lavados de disolución de alcohol y almacenados finalmente en frascos de vidrio con alcohol al 70%. Se realizó y confirmó la determinación de cada uno de los organismos, empleando descripciones taxonómicas, claves dicotómicas y/o publicaciones, así como la comparación diagnostica de los individuos colectados confrontados con los especímenes dispuestos en la Colección Zoológica de la universidad del Tolima, sección anfibios y reptiles (CZUT-A; CZUT-R). Finalmente fueron ingresados a la CZUT sección Anfibios y Reptiles (Heyer et al., 1994; Angulo et al., 2006). iii. Análisis de Datos. Se calculó la abundancia relativa (%) de las especies de herpetofauna encontrada.
3. ICTIOFAUNA i. Métodos de campo: i.i. Colecta. Para la colecta de los individuos se empleó la electropesca por las ventajas que representa frente a otros artes de pesca convencionales, en términos de volumen y talla de captura de los organismos (Mojica y Galvis, 2002). Adicionalmente, es el método que más se ajusta a las condiciones que presentan los cuerpos de agua andinos, y el más utilizado para estimar la abundancia y composición en ecosistemas dulceacuícolas (Maldonado-Ocampo et al., 2005), su principal limitación se observa en aguas con mala conductividad (Mojica y Galvis, 2002). El equipo de electropesca se empleó en las zonas cercanas a los márgenes y, en general, en profundidades no mayores a 1.5-2 m. La unidad de muestreo estuvo constituida por un transecto de 100 m lineales, y ancho variable, con un esfuerzo de muestreo de una hora de trabajo por estación de muestreo; i.ii. Métodos de sacrificio, fijación y transporte de muestras. Sacrificio: Los ejemplares fueron sumergidos en una solución de aceite de clavo o eugenol (17 mg/L, por 10 minutos) y se recambió el agua para evitar su muerte. Los ejemplares se mantuvieron en la solución descrita anteriormente hasta que el movimiento opercular cesó, siguiendo lo propuesto por American Veterinary Medical Association AVMA, 2013. Fijación: Una vez cesaron los movimientos operculares, los ejemplares se sumergieron en una solución de formol al 10%, para su transporte, evitando así la descomposición de tejidos. Transporte: Los especímenes fueron depositados en bolsas plásticas de sello hermético, con la correspondiente etiqueta de campo, y se transportaron vía terrestre en una nevera hermética, hasta el Laboratorio de Investigación en Zoología (LABINZO) de la Universidad del Tolima, en la ciudad de Ibagué. Una vez en el laboratorio, el material biológico se pasó a alcohol al 70% para su preservación final. ii. Métodos de Laboratorio: El material íctico se determinó taxonómicamente empleando literatura especializada de Maldonado-Ocampo et al. (2005); posteriormente, se realizó el ingreso del material a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección Ictiología (CZUT-IC). iii. Análisis de datos: Se determinó la composición y abundancia con el fin de determinar la importancia y proporción en la cual se encuentra cada una de las especies con respecto a la comunidad, se calculó la abundancia relativa a partir del número de individuos colectados de cada especie y su relación con el número total de individuos colectados, en el humedal. Asimismo, para determinar si las especies se encuentran bajo alguna categoría de amenaza, o si son migratorias, o utilizadas como especies ornamentales y de consumo, se realizó una revisión de literatura especializada (Ajiaco-Martínez et al., 2012; Lasso, 2011; Mojica et al., 2011; Zapata y Usma, 2013).
4. MACROINVERTEBRADOS i. Métodos de campo: Se empleó una red D-Net, con la cual se realizó un barrido a lo largo de las orillas, sobre la vegetación y el fondo, también se utilizó un juego de tamices con los cuales se tomaron muestras de fondo blando. Diferentes replicas se realizaron para la colecta de las muestras en función de los microhábitats encontrados. Las muestras fueron depositadas en frascos debidamente rotulados y conservadas en una solución de formol al 10%. ii. Métodos de Laboratorio: Las muestras colectadas fueron identificadas, separadas, contadas y puestas en alcohol al 70%, posteriormente fueron determinadas hasta el mínimo nivel taxonómico posible, con un estéreo- microscopio Olympus SZ40, siguiendo la guía de las claves y descripciones taxonómicas de autores como, McCafferty (1981), Machado (1989), Needham y Needham (1991), Rosemberg y Resh (1993), Lopretto y Tell (1995), Roldán (1996, 2003), Merrit y Cummins (2008), Domínguez y Fernández (2009), y posteriormente fueron ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima sección macroinvertebrados (CZUT-Ma). iii. Análisis de Datos: A partir de la determinación taxonómica de los organismos, se determinó la composición y la estructura de la comunidad de macroinvertebrados, con base en el cálculo del índice de abundancia relativa (%AR).
5. MASTOFAUNA i. Trabajo de campo: Para el registro de mamíferos voladores se usaron cinco redes de niebla (12x2.5 m), dispuestas a nivel del suelo, que permanecieron abiertas desde las 17:30 hasta las 22:30 horas y fueron revisadas cada 15-20 minutos. Los individuos capturados se depositaron en bolsas de tela, para ser posteriormente medidos y fotografiados. Los datos morfométricos y morfológicos relevantes fueron consignados en fichas de campo. Para el registro de mamíferos no voladores se realizaron recorridos libres a baja velocidad con el fin de lograr detecciones visuales o auditivas. Asimismo, se realizó una búsqueda de rastros (huellas, heces, madrigueras comederos, entre otras). ii. Métodos de laboratorio: La determinación taxonómica en campo se realizó siguiendo las claves y guías ilustradas de Gardner (2007), Aranda (2012), Sánchez-Londoño et al. (2014), Suarez y Ramírez-Chaves (2015), Patton et al. (2015), Díaz et al. (2016), entre otras. Para complementar los datos obtenidos, y teniendo en cuenta que los hábitos elusivos de los mamíferos dificultan su registro en tiempos cortos, se realizaron entrevistas semiestructuradas a pobladores locales apoyadas en fotografías de mamíferos de Colombia y complementando con preguntas específicas sobre las especies reconocidas (Sánchez et al., 2004). Los ejemplares colectados fueron transportados al laboratorio del Grupo de Investigación en Zoología de la Universidad del Tolima. El proceso de taxidermia se realizó usando el método de piel rellena (Díaz et al. 1998). Los cuerpos se sometieron a una limpieza con derméstidos. Posteriormente se tomaron las medidas craneales y se examinaron los caracteres necesarios para su determinación taxonómica con el apoyo de claves y la colección de referencia. Una vez determinados, los ejemplares fueron ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima. iiI. Análisis de datos: Se calculó la abundancia relativa y la riqueza específica. Se consignó la información sobre gremios tróficos, categorías de amenaza nacional (MADS, 2017) y global (IUCN, 2019), apéndices CITES (2017), uso local, endemismo (Ramírez-Chaves, 2016) y migración (MADVT, 2009).
6. FLORA i. Métodos de campo: El muestreo se realizó con base a la metodología RAP (Rapid Assessment Program), en el cual se trazó un perímetro de 50x2 m, teniendo presente a los individuos con DAP≥1 cm a lo largo. Se colectaron especies arbustivas y herbáceas, a las cuales se les realizó la descripción morfológica y el registro fotográfico, posterior a ello se conservó el material vegetal mediante la utilización de prensa (Esquivel, 1997), lo que permitió su transporte hasta el Herbario TOLI de la Universidad del Tolima. ii. Métodos de laboratorio: Las muestras colectadas en campo, luego de reposar en el laboratorio del Herbario TOLI se secaron, montaron y se determinaron taxonómicamente utilizando claves botánicas de Mahecha y Echeverri (1983), Barrera y Murillo (1996), González y López (2012), consultas con expertos y bases de datos de herbarios digitales.
7. PLANCTON. Fitoplancton y zooplancton. i. Métodos de campo: Se seleccionaron cuatro puntos sobre el humedal donde se encontraba el espejo de agua despejado, en cada uno de ellos se realizó el filtrado de 100 L de agua utilizando redes planctónicas (poro de malla estándar de 25 y 55 µ). Las muestras filtradas se almacenaron en frascos de 250 ml e inmediatamente fueron fijadas en solución Transeau (Vercellino y Bicudo, 2006). ii. Métodos de laboratorio: La determinación y conteo de la comunidad zooplanctónica y fitoplancton se realizó con un microscopio invertido OLYMPUS, usando la cámara de sedimentación Sedgwick-Rafter (McAlice, 1971). Los individuos fueron contados en campos aleatorios. Las especies abundantes se registraron un mínimo de 100 individuos (Bicudo, 1990). Los valores de densidad fueron convertidos por unidad de área (No/mL, No/m3), de acuerdo a lo establecido por la APHA (2005) (10200F-10200G). Para la determinación taxonómica, se revisaron claves específicas para zooplancton (Elmoor-Loureiro, 1997; Thorp y Covich, 2001; Dodson et al., 2001; Ruggiero et al., 2015), y se soportó con las bases de datos electrónica Video atlas de los microorganismos acuáticos (Pujante, 2011); RWC (Jersabek y Leitner, 2013); Plingfactory (Plewka, 2019); Microworld (Siemensma, 2019), y fitoplancton (Kudo, 1980; Alves da Silva et al., 2011; Oliveira et al., 2011; Oliveira et al., 2013; Da Silva et al., 2016; Tremarin, 2005; Tremarin et al., 2010; Bellinger y Sigee, 2015; Bicudo y Meneses, 2006; Ruggiero et al., 2015). Adicionalmente, se soportó con las bases de datos electrónica Algaebase (Guiry y Guiry, 2018), y para ambos grupos con las bases de datos ITIS, GBIF y CoL. iii. Análisis de datos: 1) Densidad. Se hizo el cálculo de la densidad de organismos por unidad de volumen; 2) Análisis de Correspondencia. Se analizaron las posibles asociaciones entre las variables fisicoquímicas evaluadas y la comunidad zooplanctónica del humedal, con el programa Canoco (Ter Braak y Smilauer, 1998), unido a esto se realizó el test de Monte Carlo con 1000 permutaciones.

Todas las aves y peces fueron identificados a nivel de especie, mientras los herpetos, mamíferos, macroinvertebrados, plancton y flora fueron identificados mínimo a nivel de orden. En total, se registran 51 especies entre los siete grupos evaluados para el humedal Turberas de Galilea II, así: AVIFAUNA: Se reportan 26 especies, pertenecientes a 24 géneros, 14 familias y ocho ordenes. El orden más diverso corresponde a Passeriformes con once especies.

1. Accipitridae
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2. Cathartidae
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3. Charadriidae
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4. Columbidae
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5. Cracidae
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6. Falconidae
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7. Furnariidae
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8. Icteridae
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9. Parulidae
   rank: family
10. Psittacidae
    rank: family
11. Thraupidae
    rank: family
12. Trochilidae
    rank: family
13. Tyrannidae
    rank: family
14. Vireonidae
    rank: family

HERPETOFAUNA: Se reporta una especie de la clase Amphibia.

1. Leptodactylidae
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ICTIOFAUNA: Se reporta una especie de la clase Actinopterygii.

1. Rivulidae
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MACROINVERTEBRADOS: Se reportan 12 taxones pertenecientes a los phyllum Arthropoda y Platyhelminthes. Dentro de estos, el orden más rico corresponde a Hemiptera (Arthropoda) con cuatro familias registradas.

1. Baetidae
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2. Belostomatidae
   rank: family
3. Chironomidae
   rank: family
4. Corixidae
   rank: family
5. Dugesiidae
   rank: family
6. Libellulidae
   rank: family
7. Micropezidae
   rank: family
8. Naucoridae
   rank: family
9. Noteridae
   rank: family
10. Notonectidae
    rank: family
11. Tachinidae
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MASTOFAUNA: Se registran seis especies agrupados en seis géneros y tres familias. La familia más diversa corresponde a Phyllostomidae con cuatro especies reportados.

1. Dasypodidae
   rank: family
2. Dasyproctidae
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3. Phyllostomidae
   rank: family

FLORA: Todas las plantas se identificaron a nivel de género, y en un 60% nivel de especie. Se reportan 17 especies de plantas vasculares agrupadas en 17 géneros, 12 familias, diez ordenes y cinco clases. Cyperaceae es la familia más diversa en el humedal Turberas de Galilea II con cuatro especies reportadas.

1. Begoniaceae
   rank: family
2. Caryophyllaceae
   rank: family
3. Commelinaceae
   rank: family
4. Cyperaceae
   rank: family
5. Dennstaedtiaceae
   rank: family
6. Fabaceae
   rank: family
7. Juncaceae
   rank: family
8. Lycopodiaceae
   rank: family
9. Melastomataceae
   rank: family
10. Nephrolepidaceae
    rank: family
11. Onagraceae
    rank: family
12. Poaceae
    rank: family
13. Rosaceae
    rank: family
14. Rubiaceae
    rank: family
15. Selaginellaceae
    rank: family
16. Sphagnaceae
    rank: family
17. Xyridaceae
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PLANCTON: Se reportan cerca de 48 taxones pertenecientes a los reinos Animalia (16), Plantae (15), Chromista (9), Protozoa (7) y Bacteria (1). El phyllum Charophyta (Plantae) es el que presenta la mayor diversidad con diez géneros registrados.

1. Achnanthales
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2. Aconchulinida
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3. Arcellinida
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4. Bdelloidea
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5. Chaetophorales
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6. Chlamydomonadales
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7. Chlorellales
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8. Cyanobacteriales
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9. Cyclopoida
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10. Diplostraca
    rank: order
11. Echiniscoidea
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12. Euglenida
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13. Eunotiales
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14. Fragilariales
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15. Naviculales
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16. Peridiniales
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17. Ploima
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18. Sarcoptiformes
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19. Sphaeropleales
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20. Trichinellida
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21. Zygnematales
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El proyecto fue llevado a cabo en el humedal Turberas de Galilea II, ubicado en la municipio de Villarrica, departamento del Tolima.