Biodiversidad de un bosque seco tropical del Valle Medio del río Magdalena: evaluación integrada a través de multitaxones

Study Extent

Sampling

Quality Control

Method steps

1. VEGETACIÓN El muestreo se hizo de acuerdo a la metodología Gentry, el cual plantea el establecimiento de 10 transectos de 50m x 2m abarcando un área de 0.1 Ha por cada zona de estudio (Jabirú A, Jabirú B, Tambor, El Triunfo) , se incluyeron los individuos con un DAP superior a 2.5 cm registrando variables de diámetro, altura y distancia respecto a la longitud y ancho del transecto. Las muestras botánicas colectadas ingresaron al herbario FMB del instituto Humboldt.
2. COLEÓPTEROS COPRÓFAGOS El estudio se hizo en tres zonas con coberturas de bosque seco y potreros en los alrededores de Armero Guayabal, y Honda en la Hacienda Jabirú, El triunfo y El Tambor. La fase de campo se desarrolló en cada una de las haciendas donde se realizaron dos transectos de 250 m, se ubicaron seis trampas tipo pitfall no letales (las trampas fueron marcadas con cinta de color para su posterior ubicación), cebadas con excremento humano envuelto en una malla de tela tipo tul, separadas entre sí cada 50 m, siguiendo la propuesta de Larsen y Forsyth (2005), modificado para este trabajo. Las trampas duraron por un periodo de tiempo de 48 horas, siendo recebadas una vez a las 24 horas, y recogiendo muestra cada 24 horas. En total se colocaron 42 trampas y se obtuvieron 72 réplicas (esfuerzo total de 1728 horas). Además en cada trampa se tomaron datos de ubicación (coordenadas). En la hacienda Jabirú se hizo un muestreo complementario y se colocaron 6 trampas cebadas con excremento humano dentro de una parcela permanente de bosque seco, las cuales se dejaron por un periodo de 48 horas, revisando y obteniendo muestra cada 24 horas. Adicional a este muestreo se hicieron observaciones y colectas manuales en los potreros aledaños al bosque revisando las boñigas del ganado, donde se trabajó con una intensidad de una hora hombre, durante dos días. Fase de laboratorio. Preparación de especímenes: las muestras de escarabajos en alcohol fueron secadas en el laboratorio en cajas petri adaptadas con toallas de papel, posteriormente los ejemplares fueron montados en alfiler y debidamente rotulados con su etiqueta de localidad, de identificación taxonómica y código único de identificación, y número de catálogo. Posteriormente fueron ingresados a la colección de referencia o general, según sea el caso. Identificación: Los ejemplares ya preparados se determinaron taxonómicamente usando claves taxonómicas actualizadas, Génier (2009), Génier & Kohlmann 2003, Edmonds (1994), Edmonds y Zideck (2012), y por comparación con la Colección de Referencia de Escarabajos Coprófagos del Instituto Alexander von Humboldt, Colombia CECC. La curaduría taxonómica incluyó la separación de morfoespecies con base a caracteres de morfolofía externa y del órgano genital masculino. Sistematización: la información asociada (datos geográficos del evento de colecta, identificación taxonómica y número de catálogo) a cada uno de los ejemplares fue ingresada en la base de datos de la colección del Instituto Humboldt (Specify 6.6.3).
3. MARIPOSAS Las mariposas fueron muestreadas en 6 transectos lineales de 100 x 5 m a cada lado (2 por cada zona de muestreo). En el transecto se realizó captura de mariposas mediante red entomológica en recorridos de 60 minutos efectuados desde las 7:00 hasta las 17:00 con un esfuerzo acumulado por persona de 10horas/día. Exceptuando periodos de lluvia. Los transectos se recorrieron durante 2 días por cada una de las zonas. Adicionalmente para cada una de los puntos de muestro fueron usadas 12 trampas van Someren-Rydon cada 50 m, estableciendo un transecto de 750 m. En cada trampa se utilizó como atrayente de las mariposas pescado en descomposición y excremento humano. Las trampas se mantuvieron activas durante 48 horas recebando cada 24 horas y ubicadas a una altura de 1 a 3 metros sobre el nivel del suelo (Villareal et al., 2004) Los ejemplares colectados se sacrificaron y guardaron en papel milano para su transporte en bolsas ziploc dentro de cajas plásticas con sílica-gel para mantener su conservación hasta el montaje en la colección entomológica.
   En el laboratorio se procedió al montaje de ejemplares, etiquetado (localidad) , identificación taxonómica, asignación de código IAvH-E y por ultimo sistematización bajo la plataforma Specify® 6.6.02. Para el arreglo taxonómico se siguió la clasificación taxonómica propuesta por Warren, A. et al., 2013.
4. ABEJAS El muestreo se llevó a cabo con red entomológica a través de transectos de no menos de un kilómetro buscando posibles fuentes de néctar o polen (principalmente) y en Leguminosas y Solanáceas. Para algunos grupos de abejas su preferencia por colores de flores (amarillo) es una ventaja para su atracción a trampas de caída. Éstas consisten en platos amarillos con agua y detergente, que rompe la tensión superficial y a su vez aumenta la reflexión, atrayendo a algunos grupos de éstos insectos que quedarán presos en el líquido. También se hizo uso de sustancias aromáticas como cebos para atraer a machos de un grupo muy específico de abejas (abejas de las orquídeas). Los compuestos propuestos son eucaliptol, metil salicilato y eugenol, de relativo bajo costo y fácil adquisición. Cada ejemplar colectado, sea en transecto o cebo se transportó individualmente en tubos de centrífuga con el objetivo de extraer polen de contacto y así realizar un exploración de la funcionalidad de la comunidad de polinizadores (abejas) a través de redes de interacciones. Todo el material colectado se preparó en seco en alfileres entomológicos para preservación como testigo e inclusión en la colección entomológica del IAvH.
5. PECES Se muestrearon seis cuerpos de agua, en cada uno se realizó una hora efectiva de pesca, utilizando como artes de pesca la pesca eléctrica y salabardos. Al llegar a cada uno de los cuerpos de agua se registraron las coordenadas geográficas y la altura sobre el nivel del mar, con un gps marca Garmin. Posteriormente se midieron los parámetros físico-químicos de pH, conductividad, sólidos disueltos y temperatura del agua, con una sonda multiparamétrica HI 98129 marca Hanna. Luego de comprobar que el cuerpo de agua tuviera la conductividad requerida (mayor a 100 µS.cm-1) se procedió a utilizar la pesca eléctrica. Se trazó un transecto de 100 metros sobre el cuerpo de agua, que se recorrió en contra de la corriente barriendo las orillas y el sector central. Posteriormente se hizo uso de un salabardo, con el cual se barrió la vegetación marginal y flotante, y la hojarasca de las orillas. Los ejemplares colectados en cada faena fueron depositados en una bolsa plástica con agua, fijados en formol al 10% y se introdujo una etiqueta con el código de campo. Posteriormente en la ciudad de Villa de Leyva el material fue lavado con abundante agua y determinado al nivel taxonómico más preciso posible con la ayuda de claves taxonómicas (Eigenmann 1922, Dahl 1971, Miles 1971, Hernández et al. 2015).
6. HERPETOS Se estudiaron tres localidades constituidas principalmente por coberturas de bosque seco tropical, coberturas protectoras de cauce (lóticos) y lagunas (lénticos). El inventario fue realizado mediante tres aproximaciones metodológicas que incluyen métodos de encuentro visual (VES) (Heyer, Donnelly, Foster, & Mcdiarmid, 1994), registros auditivos de las vocalizaciones (Angulo, 2006) mediante una grabadora Marantz Professional PMD 671 y un micrófono unidireccional Sennheiser MKH 60 P40 junto con la obtención de un ejemplar voucher junto con muestreo por remoción (Heyer et al., 1994). El esfuerzo de muestreo se desarrolló entre las 6:00-11:00 horas, 14:00-16:00 horas y 18:30-23:00 horas, donde a todos los ejemplares de referencia capturados y observados se georreferenciaron con un gps Garmin.
7. AVES Redes. Se muestrearon dos localidades (Hacienda Jabirú y El Triunfo), en cada una se colocaron redes de niebla a nivel sotobosque, fue necesario abrir una trocha con machete para poder colocar las redes. En cada una de las localidades muestreadas fue necesario colocar un numero diferente de redes debido al tiempo y condiciones del terreno (Jabirú 165 metros y esfuerzo de muestreo 72.18 horas-red; El Triunfo 90 metros y esfuerzo de 37.5 horas-red). En cada lugar se abrieron las redes de niebla entre las 5:45 am y se cerraron a las 11:00 am cada día por tres días consecutivos. A las aves capturadas se les desenredó de las redes, fueron transportadas en bolsas de tela a un campamento cerca de las redes para realizar mediciones morfológicas (peso, longitud de pico, ancho pico a nivel de las narinas, ancho comisura del pico, largo del ala plana, largo del tarso) y medidas ecológico-fisiológicas (presencia de parches de reproducción, protuberancia cloacal, acumulación de grasa subcutánea, presencia de ectoparasitos). Algunos ejemplares fueron colectados y estos fueron preparados como pieles de estudio con sus datos de colores de partes suaves, sexado por observación directa de gónadas y sus medidas, presencia de grasa en flancos y osificación del cráneo para ser depositados en la colección de vertebrados-aves. Los cuerpos de estos ejemplares fueron guardados en alcohol para estudios posteriores de ser necesario en laboratorio. A todos los ejemplares colectados se les extrajo músculo depositado en alcohol al 96% para análisis genéticos y ser depositados en la colección de tejidos. Cada uno de los ejemplares fueron etiquetados en campo con información de la localidad, coordenadas geográficas, colores de partes suaves, medidas morfológicas y ecológico-fisiológicas. Los ejemplares colectados en cada localidad fueron colocados en una nevera de icopor para su secado y transporte en campo, junto con silica gel con el fin de extraer humedad de los cuerpos. Posteriormente en la ciudad de Villa de Leyva el material fue llevado a cuarentena en la nevera por 48 horas y posteriormente a 50-54ºC por 8 a 16 horas para su secado final. Estos ejemplares fueron de nuevo revisados y determinados, se incorporó la información a la base de datos y al catalogo físico, se le incluyó una nueva etiqueta con QR y se le asignó un numero de catalogo, estos fueron luego incorporados a la colección en sus respectivas bandejas por especie en la colección en el museo. La determinación de las especies se realizó a través de las guías de aves y comparación con los ejemplares en la colección (Hilty y Brown 1986, Dunn y Alderfer 2011). Bioacústica. Entre las 6:00 y las 11:00 horas, se llevó a cabo un muestreo por puntos de conteo de radio indefinido con una duración fija de 15 minutos por punto. Las especies y el número de individuos fueron registrados por detección visual y auditiva. En algunos casos se registró información adicional como sexo o edad. Simultáneo a los registros visuales, en cada uno de los puntos se llevó a cabo grabaciones de la misma duración usando una grabadora Marantz PMD661 con micrófono Sennheiser MKH 20 y parábola Telinga Pro. Para cada una de las áreas visitadas (Jabirú Oriental, Jabirú Occidental, El Triunfo y El Tambor) se efectuaron 6 puntos de conteo, para un total de 24 puntos, los cuales siempre contaron con dos observadores. La identificación visual de las especies se hizo con base en la guía de las aves de Colombia (Hilty & Brown 1986) y la guía de las aves del norte de Sur América (Restall et al. 2006). La identificación de los registros auditivos fueron corroborados tomando como referencia la base de datos Xeno-Canto (Xeno-canto Foundation 2012). Se siguió la taxonomía propuesta por la SACC (Remsen 2014).
8. FOTOTRAMPEO En octubre de 2015 se instalaron 20 cámaras trampa para el registro de vertebrados terrestres. Las estaciones de muestreo sencillas (con una sola cámara trampa) se ubicaron en las zonas con mayor probabilidad de paso de fauna silvestre y tratando de mantener una equidistancia entre ellas de 1 km. Se evaluaron dos zonas de la región: Hacienda El Tambor y Hacienda Jabirú. En la estación de muestreo se instaló una cámara trampa en un sector del camino nivelado y plano, en lo posible, atada perpendicularmente al camino para detectar el flanco del animal y preferiblemente a una distancia entre 3 y 4 metros del sitio probable de paso del animal (Diaz-Pulido y Payán 2012). Para confirmar la correcta ubicación de la cámara trampa se realizó el “examen del gateo” y de esta forma verificar el área de detección de la cámara. El examen consistió en gatear en frente de la cámara justo por el sitio donde se pensó que cruzaría el animal y se verificó que la cámara hiciese la detección y/o tomado la fotografía. Luego de cuarenta días las cámaras trampa fueron recogidas en cada una de las estaciones de muestreo. Los dispositivos de almacenamiento fueron revisados minuciosamente para extraer la información disponible en cada una de las fotografías registradas. Todas las fotografías se analizaron por medio del aplicativo NAIRA II: Leyendo Biodiversidad, para discriminar las fotografías con fauna y extraer automáticamente la información asociada, como la fecha, hora, temperatura y fase lunar (Pulido y Diaz-Pulido 2014). La información de cada una de las fotografías con registros de fauna silvestre, fue procesada en bases de datos siguiendo el formato Darwin Core para los posteriores análisis de diversidad.
   El esfuerzo de muestreo fue de 563 trampas noche, con lo que se aseguró un esfuerzo óptimo, para detectar las especies más comunes (superior a 400 trampas-noche -Tobler et al. 2008-). La nomenclatura taxonómica siguió en el caso de los mamíferos a Wilson y Reeder 2005, Solari et al. 2013 y Patton 2015. Para las aves a Clements et al. 2015 y para los reptiles a Uetz 2015.

1. Arecales
   rank: order
2. Boraginales
   rank: order
3. Caryophyllales
   rank: order
4. Celastrales
   rank: order
5. Cucurbitales
   rank: order
6. Ericales
   rank: order
7. Fabales
   rank: order
8. Gentianales
   rank: order
9. Lamiales
   rank: order
10. Laurales
    rank: order
11. Liliales
    rank: order
12. Magnoliales
    rank: order
13. Malpighiales
    rank: order
14. Malvales
    rank: order
15. Myrtales
    rank: order
16. Piperales
    rank: order
17. Rosales
    rank: order
18. Sapindales
    rank: order
19. Brassicales
    rank: order

1. Coleoptera
   rank: order

1. Lepidoptera
   rank: order

1. Hymenoptera
   rank: order

1. Characiformes
   rank: order
2. Cichliformes
   rank: order
3. Cyprinodontiformes
   rank: order
4. Gymnotiformes
   rank: order
5. Siluriformes
   rank: order

1. Anura
   rank: order
2. Eusuchia
   rank: order
3. Squamata
   rank: order

1. Accipitriformes
   rank: order
2. Apodiformes
   rank: order
3. Charadriiformes
   rank: order
4. Columbiformes
   rank: order
5. Coraciiformes
   rank: order
6. Cuculiformes
   rank: order
7. Falconiformes
   rank: order
8. Galliformes
   rank: order
9. Gruiformes
   rank: order
10. Passeriformes
    rank: order
11. Pelecaniformes
    rank: order
12. Piciformes
    rank: order
13. Psittaciformes
    rank: order
14. Tinamiformes
    rank: order

1. Accipitriformes
   rank: order
2. Artiodactyla
   rank: order
3. Carnivora
   rank: order
4. Cingulata
   rank: order
5. Columbiformes
   rank: order
6. Coraciiformes
   rank: order
7. Didelphimorphia
   rank: order
8. Galliformes
   rank: order
9. Gruiformes
   rank: order
10. Passeriformes
    rank: order
11. Pelecaniformes
    rank: order
12. Pilosa
    rank: order
13. Rodentia
    rank: order
14. Squamata
    rank: order