Biota edáfica del sistema productivo de ganadería sostenible del municipio de Cereté, departamento de Córdoba

Study Extent

El sistema productivo de ganadería se encuentra localizado en el municipio de Cereté en el departamento de Córdoba, en la costa Caribe de Colombia, con coordenadas latitud: 8°51’01,6’’ N y longitud 75°48’53,6’’ W a 13 msnm, con una temperatura promedio anual de 28 °C, humedad relativa promedio de 83,5 % y pluviosidad promedio de 1200 mm anuales.

Sampling

Las colectas fueron realizadas en periodos de lluvia y seco en el sistema productivo de ganadería se encuentra localizado en el municipio de Cereté en el departamento de Córdoba, en la costa Caribe de Colombia.

Quality Control

Bacteria: Gen 16S ARN ribosomal primer primers: 337F(GACTCCTACGGGAGGCWGCAG). Hongos: Primers. ITS5 (GGAAGTAAAAGTCGTAACAAGG) e ITS4 (5'GGAAGTAAAAGTCGTAACAAGG-'3). Protozoos: La identificación se llevó a cabo empleando claves taxonómicas expuestas por Sleigh, Michael (1979); Pussard & Pons (1977); Bick & World Health Organization (1972); Tran & Mazei (2018); González et al. (2009). Artrópodos: La identificación se llevó a cabo empleando claves taxonómicas para órdenes y familias:Pilkington& Robson (1970); McAlpine et al.(1981); Borror & White (1998); Villareal (2024); Triplehorn & Johnson (2005); Fernández & Sharkey (2006). La identificación de algunas especies se realizó básicamente por comparación morfológica, empleando la bibliografía ilustrada disponible y reportes previos en los casos disponibles.

Method steps

1. Determinación de Microflora. Se realizó el recuento de microorganismos asociados a algunos grupos funcionales en el suelo, principalmente proteolíticos, celulíticos, amilolíticos, solubilizadores de fosfato, fijadores de nitrógeno y micorrizas. Para esto se abrió con una pala un hoyo de aproximadamente de 10 cm de ancho x 10 cm de largo y 20 cm de profundidad y se tomó una muestra compuesta de suelo rizosférico. Este procedimiento se realizó en los 16 potreros establecidos en Centro de Investigación Turipaná y se seleccionaron en 10 puntos en zig-zag obteniendo de cada uno de estos puntos una submuestra, las cuales se homogenizaron en un balde desinfectado previamente. Se empacaron 500 gr obtenidos de las submuestras homogeneizadas en bolsas plásticas con cierre hermético. Posteriormente, fueron transportados al Laboratorio de Microbiología Agrícola - con temperatura de 4 – 8° C y por un tiempo de almacenamiento máximo de 24 horas. Para posterior, aislamientos de los microorganismos, se ejecutó diluciones seriadas 10-3, 10-4 y 10-5 por triplicado en medios de cultivo Agar NFB, Agar Bing B, Agar YGC, Agar YEMA (Yeast Extract Mannitol Agar), Agar LB y agar de papa y dextrosa (APD), e incubados a una temperatura de 30 ± 2 °C durante 48 °C. Una vez Purificado los aislamientos en sus respectivos medios de cultivo.
2. Para el análisis de laboratorio se realizaron recuentos en placa para cada uno de los grupos funcionales, utilizando medios de cultivos selectivos, por medio de la siembra en superficie para cada uno de estos (Beltrán, 2013). Posterior a este proceso se cuantificó el número de unidades formadoras de colonia (UFC) utilizando la siguiente fórmula: Total de UFC = No UFC x C/PS Dónde: No. UFC = número de UFC observado en el plato, C = concentración de la dilución y PS = peso seco de la muestra de suelo. Se tomaron 10 submuestras de 50 g de suelo rizosférico a una profundidad de 20 cm y se mezclarán hasta homogenizar. Consecutivamente, en la fase de laboratorio se utilizó la técnica de extracción de micorrizas con gradiente de sacarosa propuesta por Sieverding (1983), en donde se procedió a separar las esporas del suelo. El recuento se realizó por triplicado. Se tomaron 20 g de suelo y se dispondrán en tamices de 500 µm, 250 µl, 125 µm y 45 µm. Las muestras de los últimos dos tamices (125 y 45 µm), se dispusieron en tubos falcón de 50 ml con una solución de sacarosa. Las muestras serán centrifugadas a 2000 rpm durante 5 minutos. A continuación, se introducirá una jeringa para retirar el material limpio de suelo y se dispusieron en cajas de Petri para su conteo mediante el uso de un estereoscopio. El resultado del recuento se extrapolo a metro cuadrado.
3. Para determinar el porcentaje de colonización en raíces se utilizó la metodología propuesta por Phillips y Hayman (1970). Para esto se separaron raíces finas de la muestra de suelo colectada; para cada uno de los lotes evaluados se realizó por triplicado. Luego de esto se procedió a clarear las raíces mediante la utilización de KOH en baño de maría a 80 °C, un lavado con agua destilada y blanqueo de las raíces utilizando una mezcla 1:1 de KOH y H2O2, y finalmente se realizó la tinción de todas las raíces con azul de Tripán, luego de esto se montaron las raíces en una lámina porta objetos y se procede a realizar en conteo de colonización con la ayuda de un microscopio (LEICA DM500).
4. Determinación de Microfauna. -Protozoos. Para esto se tomaron monolitos aproximadamente de 10 cm de ancho x 10 cm de largo y 20 cm de profundidad y se tomó una muestra compuesta de suelo rizosférico. El análisis cualitativo de la diversidad de protozoos fue utilizado la "placa de Petri no inundada" (Foissner, 1992). Estos suelos se dejaron secar aproximadamente 30 días, colocándose 20 g de suelo en cajas de Petri estéril y saturándose con agua destilada estéril, dejándose reposar por 12 horas, tiempo mínimo para completar la saturación del suelo. Las placas fueron montadas con el líquido extraído de las cajas de Petri examinado bajo un microscopio óptico con el fin de identificar los morfotipos de protozoos. La inspección se realizó en los días 2, 6, 12, 20 y 30 después de la preparación de la muestra. Las morfotipos fueron separados en grupos taxonómicos.
5. Nematodos. Se realizó una determinación cualitativa utilizando la técnica de tamizado y centrifugado de suelo con agua destilada tomado alícuotas 1 mL.
6. Determinación mesofauna y macrofauna. Las muestras para la determinación de la mesofauna se llevaron a cabo por la toma de muestras de 20 monolitos del suelo de 10 cm de ancho x 10 cm de largo y 10 cm de profundidad. Se tomaron una muestra al azar por cada lote y se depositó en bolsas herméticas para su posterior transporte al área de procesamiento de suelos del Centro de Investigación Turipaná. Para la extracción de la mesofauna, se utilizó un embudo de Berlese-Tullgren con una fuente de luz y calor, disponiendo cada uno de los monolitos durante tres días (Finnamore et al., 1998); Determinación de macrofauna. Las muestras para la determinación se realizaron por medio del protocolo de muestreo propuesto por el Instituto de Biología y Fertilidad de Suelos Tropicales (TSBF, por sus siglas en inglés), que consiste en el análisis de monolitos extraídos del suelo con dimensiones 25 cm de ancho x 25 cm de largo y 20 cm de profundidad. Se establecerán 1 puntos en cada uno de los 20 lotes, para un total de 20 monolitos analizados.
7. Se realizó el recuento de microorganismos asociados a pasturas Megathyrsus maximus, tomando de muestras de suelo con profundidad de 15 cm se tomaron una muestra compuesta de suelo rizosférico y cortezas de los árboles. Este procedimiento se realizó en potreros establecidos en Centro de Investigación Turipaná. Se empacaron 500 gr obtenidos de las submuestras homogeneizadas en bolsas plásticas con cierre hermético. Posteriormente, fueron transportados al Laboratorio de Microbiología Agrícola - con temperatura de 4 – 8° C y por un tiempo de almacenamiento máximo de 48 horas. Se realizó una colecta de artrópodos en dos hábitats ecológicos (follaje y suelo) en un sistema silvopastoril conformado por árboles dispersos y las pasturas M. maximus cultivar Agrosavia Sabanera y Mombasa.
8. Para la colecta de artrópodos en el follaje de las pasturas se utilizó un muestreo sistemático en forma de “X” en cada potrero. Se emplearon métodos de captura directa: una jama entomológica de 35 cm de diámetro, un (1) aspirador bucal y captura manual. En cada transecto de la “X” se seleccionaron cinco (5) puntos de muestreo equidistantes, en cada uno de los cuales, se realizaron tres (3) pases dobles con jama entomológica a la altura de las pasturas. Luego de capturados los individuos, fueron depositados en bolsas ziploc, las cuales fueron almacenadas en neveras de icopor (-4 a -8 °C) para su transporte al Laboratorio de Entomología Agrícola del Centro de Investigación Turipaná.
9. Para el muestreo de artrópodos en el hábitat del suelo se utilizó el método de Berlesse y Pitfall. En el primer método, la muestra se tomó en seis (6) sitios de muestreo para cada potrero, con un barreno a una profundidad de 10 cm. Las muestras de suelo fueron depositadas en bolsas ziploc y posteriormente transportadas a los embudos Berlesse por ocho (8) días. Las trampas Pitfall se ubicaron entre plantas, en seis (6) puntos equidistantes en cada potrero, en cada punto se instaló un vaso plástico de 250 ml y 10 cm de diámetro, las cuales fueron enterradas a ras de suelo, posteriormente, se adicionaron 125 ml de alcohol al 70% en cada vaso, las trampas permanecieron en campo durante 48 horas.
10. Los artrópodos colectados fueron separados, contabilizados y clasificados hasta la categoría taxonómica más específica posible con ayuda del estereoscopio Leica EZ4®.

Dentro de los registros se lograron determinar 199 hasta familia, 89 hasta orden, 61 hasta género, 21 hasta subfamilia, 16 hasta especie y 10 hasta reino. De las especies encontradas, la que presento mayor número de registros fue Camponotus lindigi (4 registros), seguida por Andrector ruficornis y Camponotus zonatus (2 registros), las 8 especies restantes solo presentaron 1 registro cada una. El 86 % de los registros corresponden a animales, siendo el filo Arthropoda el mayormente representado (347 registros)

1. Andrector ruficornis
   rank: species
2. Camponotus lindigi
   rank: species
3. Hortensia similis
   common name: Chicharrita verde del arroz rank: species
4. Camponotus zonatus
   common name: Carpintera de Bandas del Caribe rank: species
5. Paratrechina longicornis
   common name: Hormiga loca rank: species
6. Solenopsis germinata
   common name: hormigas rojas, hormigas coloradas u hormigas bravas. rank: species
7. Araneidae
   rank: family
8. Lyniphiidae
   rank: family
9. Lycosidae
   rank: family
10. Agelenidae
    rank: family
11. Salticidae
    rank: family
12. Oxyopidae
    rank: family
13. Dictynidae
    rank: family
14. Pholcidae
    rank: family
15. Dysderidae
    rank: family
16. Cosmochthoniidae
    rank: family
17. Scheloribatidae
    rank: family
18. Oppidae
    rank: family
19. Ascidae
    rank: family
20. Ologamasidae
    rank: family
21. Phytoseiidae
    rank: family
22. Trachyuropodidae
    rank: family
23. Uropodidae
    rank: family
24. Erythraeidae
    rank: family
25. Cunaxidae
    rank: family
26. Bdellidae
    rank: family
27. Acaridia- cohorte Astigmatina
    rank: family
28. Chrysomelidae
    rank: family
29. Carabidae
    rank: family
30. Elateridae
    rank: family
31. Lycidae
    rank: family
32. Tenebrionidae
    rank: family
33. Coccinelidae
    rank: family
34. Curculionidae
    rank: family
35. Ptilodactylidae
    rank: family
36. Cleridae
    rank: family
37. Cantharidae
    rank: family
38. Staphylinidae
    rank: family
39. Lampyridae
    rank: family
40. Latridiidae
    rank: family
41. Melolonthidae
    rank: family
42. Microsporidae
    rank: family
43. Nitidulidae
    rank: family
44. Nosodendridae
    rank: family
45. Noteridae
    rank: family
46. Passalidae
    rank: family
47. Ptilidae
    rank: family
48. Scarabaeidae
    rank: family
49. Asilidae
    rank: family
50. Calliphoridae
    rank: family
51. Drosophilidae
    rank: family
52. Muscidae
    rank: family
53. Otitidae
    rank: family
54. Milichiidae
    rank: family
55. Bibionidae
    rank: family
56. Culicidae
    rank: family
57. Dolichopodidae
    rank: family
58. Ephydridae
    rank: family
59. Lauxaniidae
    rank: family
60. Rhagionidae
    rank: family
61. Scathophagidae
    rank: family
62. Sepsidae
    rank: family
63. Stratiomyidae
    rank: family
64. Syrphidae
    rank: family
65. Piophilidae
    rank: family
66. Platystomatidae
    rank: family
67. Richardiidae
    rank: family
68. Cecidomyidae
    rank: family
69. Ceratopogonidae
    rank: family
70. Chaoboridae
    rank: family
71. Chironomidae
    rank: family
72. Psychodidae
    rank: family
73. Sciaridae
    rank: family
74. Sepsidae
    rank: family
75. Cicadellidae
    rank: family
76. Alydidae
    rank: family
77. Flatidae
    rank: family
78. Fulgoridae
    rank: family
79. Pentatomidae
    rank: family
80. Membracidae
    rank: family
81. Reduviidae
    rank: family
82. Anthocoridae
    rank: family
83. Coreidae
    rank: family
84. Cydnidae
    rank: family
85. Rhopalidae
    rank: family
86. Tingidae
    rank: family
87. Gelastocoridae
    rank: family
88. Delphacidae
    rank: family
89. Formicidae
    rank: family
90. Chalcididae
    rank: family
91. Encyrtidae
    rank: family
92. Platygastridae
    rank: family
93. Tentheredinae
    rank: family
94. Apidae
    rank: family
95. Figitidae
    rank: family
96. Pelecinidae
    rank: family
97. Pompilidae
    rank: family
98. Vespidae
    rank: family
99. Eucharitidae
    rank: family
100. Scelionidae
     rank: family
101. Hesperiidae
     rank: family
102. Nymphalidae
     rank: family
103. Pieridae
     rank: family
104. Noctuidae
     rank: family
105. Tortricidae
     rank: family
106. Acrolophidae
     rank: family
107. Pseudostigmatidae
     rank: family
108. Libellulidae
     rank: family
109. Acrididae
     rank: family
110. Tetrigidae
     rank: family
111. Grillidae
     rank: family
112. Tridactylidae
     rank: family
113. Pachytroctidae
     rank: family
114. Phlaeothripidae
     rank: family
115. Rhinotermitidae
     rank: family
116. Lumbricidae
     rank: family
117. Entomobryidae
     rank: family
118. Isotomidae
     rank: family
119. Oniscidae
     rank: family
120. Japygidae
     rank: family
121. Paradoxosomatidae
     rank: family
122. Tenebrionidae
     rank: subfamily
123. Alticinae
     rank: subfamily
124. Bruchinae
     rank: subfamily
125. Cryptocephalinae
     rank: subfamily
126. Eumolpinae
     rank: subfamily
127. Galerucinae
     rank: subfamily
128. Scydmaeninae
     rank: subfamily
129. Latridiinae
     rank: subfamily
130. Scarabaeinae
     rank: subfamily
131. Pachycondyla sp
     rank: genus
132. Odontomachus sp
     rank: genus
133. Camponotus sp
     rank: genus
134. Nylanderia sp
     rank: genus
135. Brachymyrmex sp
     rank: genus
136. Monomorium sp
     rank: genus
137. Solenopsis sp
     rank: genus
138. Strumigenys sp
     rank: genus
139. Linephitema sp
     rank: genus
140. Hypoponera sp
     rank: genus
141. Pachycondyla harpax
     rank: species
142. Pachycondyla sp
     rank: genus
143. Odontomachus sp
     rank: genus
144. Pseudomonas fluorescens
     rank: species
145. Azotobacter vinelandii
     rank: species
146. Rhizobium sp.
     rank: genus
147. Bacillus sp.
     rank: genus
148. Azotobacter vinellandii
     rank: genus
149. Micrococcus lentus
     rank: genus
150. Penicillium sp
     rank: genus
151. Actinomyces sp.
     rank: genus
152. Azospirillus lipoferum
     rank: species
153. Mayorella sp.
     rank: genus
154. Acanthamoeba sp.
     rank: genus
155. Vannella sp.
     rank: genus
156. Arcella sp.
     rank: genus
157. Difflugia sp.
     rank: genus
158. Trinema sp.
     rank: genus
159. Chilodonella sp.
     rank: genus
160. Perispira sp.
     rank: genus
161. Euplotes sp.
     rank: genus
162. Coleoptera
     rank: order
163. Collembola
     rank: order
164. Myriapoda
     rank: order
165. Lepidoptera
     rank: order
166. Hemiptera
     rank: order
167. Diptera
     rank: order
168. Psocoptera
     rank: order
169. Hymenoptera
     rank: order
170. Aranea
     rank: order
171. Orthoptera
     rank: order
172. Isoptera
     rank: order
173. Diplura
     rank: order
174. Longidoridae
     rank: family

Centro de investigación Turipaná Kilometro 13 vía Montería-Cereté