Biota presente en el humedal El Suizo, departamento del Tolima
Citation
Duarte Ramos E J, Fonseca Prada K, Losada Prado S, Ramírez Cottes D, Reinoso Flórez G, Sánchez Guzmán J N, Vargas D C, Romero García J A, Poveda Cabezas L F (2022). Biota presente en el humedal El Suizo, departamento del Tolima. Cortolima - Corporación Autónoma Regional del Tolima. Occurrence dataset https://doi.org/10.15472/9g0oo7 accessed via GBIF.org on 2024-12-11.Description
Los humedales sirven para mitigar los impactos generados por el ciclo hidrológico de una región y, paralelamente, proveen de hábitat a distintos organismos, incluyendo aquellas especies que recurren a la migración como estrategia adaptativa. Proveen de hábitat, alimento, refugio, y áreas de crianza y reproducción a un elevado número de especies de peces, aves, anfibios, reptiles, mamíferos e invertebrados. Son reconocidos por su alto nivel de endemismos, en particular de peces e invertebrados, por su fauna altamente especializada y por ser refugio de una gran diversidad de especies de aves migratorias. Los humedales tienen también un papel ecológico muy importante en el control de la erosión, la sedimentación y las inundaciones; en el abastecimiento y depuración del agua, y en el mantenimiento de pesquerías. En la actualidad estos sistemas han reducido su extensión considerablemente debido al drenado y relleno de sus áreas para diferentes usos (Aguilar, 2003).
En el departamento del Tolima se registran como los humedales más importantes 300 lagunas de cordillera, de origen glaciar, localizadas en la cordillera central en áreas de los Parques Nacionales Naturales y numerosas lagunas y sistemas de humedales en las zonas bajas. A pesar de esta variedad de humedales en el departamento del Tolima solo se han realizado evaluaciones iniciales de los humedales ubicados en el Parque Natural Nacional Los Nevados y en su área amortiguadora.
Teniendo en cuenta lo anterior y consciente de la importancia de los humedales, de la fauna y flora que los caracteriza, la Corporación Autónoma del Tolima CORTOLIMA y el Grupo de Investigación en Zoología (GIZ) de la Universidad del Tolima, han considerado muy relevante desarrollar el proyecto de estudio de nueve humedales ubicados en las zonas bajas y altas del departamento del Tolima cuyo objetivo es la caracterización de la fauna y flora presente en ellos y generar la línea base para plantear el Plan de Manejo para su conservación.
En un esfuerzo de monitorear y documentar la biodiversidad presente en los humedales del Tolima, se muestreó en el año 2019, la biota presente o que hace uso del humedal El Suizo, localizado en el municipio de Armero, departamento del Tolima. En total, se registran 40 especies de aves, siete herpetos, dos mamíferos y 30 plantas. Los macroinvertebrados y el plancton fueron identificados mínimo a nivel de orden.
Purpose
Este recurso tiene como propósito incrementar, hacer pública y disponible la información sobre la biodiversidad presente en el departamento del Tolima.
Sampling Description
Study Extent
El proyecto se ejecutó en el humedal El Suizo ubicado en el barrio Jorge Eliecer Gaitán, dentro de la zona urbana del municipio de Armero (Guayabal), departamento de Tolima. Pertenece al nivel subsiguiente río Sabandija, que a su vez tributa sus aguas a la subzona hidrográfica río Lagunilla, y otros directos al Magdalena (IDEAM, 2013); comprende un área inundable aproximada de 1.5 ha y una altura promedio de 277 m.s.n.m.Sampling
AVIFAUNA: Para realizar el inventario de las especies de aves registradas en el área, se implementaron dos metodologías según lo propuesto por Ralph et al. (1996), con el objetivo de abarcar una mayor área circundante al humedal. HERPETOFAUNA: El muestreo se realizó mediante la técnica de búsqueda libre, sin restricciones, por encuentro visual. MACROINVERTABRADOS: Para la colecta de individuos se empleó una red D-Net y un juego de tamices. Diferentes replicas se realizaron para la colecta de las muestras en función de los microhábitats encontrados (plantas sumergidas, emergentes y flotantes). MASTOFAUNA: La metodología utilizada se basó en la propuesta por García et al. (2015), establecida para mamíferos voladores y no voladores. FLORA: Para la colecta del material vegetal en el humedal, se utilizó la técnica propuesta por Villareal et al. (2004). PLANCTON: Se utilizaron redes de malla fina. Para la determinación taxonómica, se revisaron claves específicas.Quality Control
En el proceso de estructuración y validación de los datos, se realizó el control de la calidad de la información. A continuación, se enumeran los procesos asociados a esta actividad: 1. Revisión de la información documentada asociada a los datos biológicos; 2. Estructuración de los datos en el estándar Darwin Core (DwC) según elementos, definiciones y vocabularios controlados; 3. Validación y limpieza de la información consignada en el DwC, 3.1. Corrección de errores de tipeo, para esta tarea se usó OpenRefine, adicionalmente se identificaron datos erróneos como sinonimias, con el uso de Species Matching, COL | The Catalogue of Life; 4. Finalmente, la base datos DwC se validó haciendo uso del Validador de datos - GBIF.Method steps
- Se realizó el inventario de las aves, herpetos, mamíferos, macroinvertebrados acuáticos, plancton y flora presente en el humedal El Suizo, para ello se llevó a cabo la siguiente estrategia metodológica: AVIFAUNA i. Trabajo de campo: i.i. Redes de niebla. En zonas cercanas al humedal se extendieron cinco redes de niebla de 2.5 m de alto x 12 m de largo y 36 mm de malla, según el procedimiento descrito por Ralph et al. (1996). La instalación de las redes se realizó poco antes de iniciar el muestreo (Wunderle, 1994) y se abrieron en los 15 minutos siguientes al amanecer. La revisión se llevó a cabo en intervalos de 30 minutos para asegurar la integridad de los ejemplares (NABC, 2003); Ralph et al. 2008). Las redes se abrieron durante un día en horario de 06:00-11:00 y 15:00-18:00, para conseguir un esfuerzo de 40 horas red/muestreo. La extracción de las aves capturadas se realizó bajo los métodos de sujeción del cuerpo y la técnica de patas primero, descritas por Ralph et al. (1993) y Ralph et al. (1996), la cual proporciona agilidad en la extracción de los individuos y garantiza su integridad. A cada uno de los individuos capturados, se les registraron los datos relacionados con edad, condición física, estado reproductivo y medidas morfométricas. Toda la información se registró en formatos de campo siguiendo las recomendaciones de la NABC (2003) y Ralph et al. (2008). Una vez procesadas, las aves fueron liberadas, no obstante, algunos individuos fueron colectados, preparados e ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima (CZUT-OR); i.ii. Conteo por puntos. Mediante el uso de binoculares, se contaron, identificaron y registraron las aves detectadas desde un sitio definido o “punto de conteo”. Cada punto (en total cinco) abarcó una superficie circular de 50 m de radio y dentro de este se contaron todas las aves avistadas y escuchadas a lo largo de diez minutos, anotándolas en el orden en que fueron detectadas, junto con los datos correspondientes a localidad: número del punto, fecha, hora, coordenadas, tipo de registro (visual y/o auditivo), nombre de la especie, número de individuos, hábitat y distancia del individuo al borde del agua (Modificado de Ralph et al., 1996). Una vez pasado el tiempo, se realizó un nuevo muestreo en el punto de conteo consecutivo, procurando causar el mínimo de perturbación a las aves e iniciando el conteo desde la llegada al lugar, con el fin de evitar contar a un mismo individuo en puntos de conteo diferentes, estos estuvieron separados entre sí a una distancia aproximada de 100 m (Ralph et al. 1996). Debido a que en ocasiones la identificación in situ de algunas especies resultó difícil, se procedió a ubicar el individuo mediante el método de “Búsqueda Intensiva” (Ralph et al., 1996), con el fin de fotografiarlo para su posterior identificación. ii. Trabajo de laboratorio: Para la determinación hasta el nivel de especie de los individuos capturados en campo y los observados en los puntos de conteo (u observaciones libres), se emplearon las guías de Hilty y Brown (2001), Restall et al. (2006), McMullan et al. (2010) y Ayerbe (2018). El listado general de las aves siguió la nomenclatura y orden taxonómico sugerido por Remsen et al. (2019). Los individuos colectados fueron preparados e ingresados a la Colección de referencia (CZUT-OR) como pieles redondas acorde a la metodología convencional de las colecciones científicas propuesta por Villareal et al. (2004). A cada uno de los individuos se le registró la información correspondiente a su peso, sexo, tamaño/desarrollo gonadal, coloración de las gónadas, cantidad de grasa subcutánea, estado de la osificación del cráneo, número de colector, número de catálogo y comentarios. iii. Análisis de Datos. Se calculó la abundancia relativa a nivel de órdenes, familia y especies de aves registradas. Asimismo, a cada uno de los registros de aves obtenidos mediante las metodologías empleadas, se les documentó la categoría ecológica siguiendo las recomendaciones de Stiles y Bohórquez (2000).
- HERPETOFAUNA i. Métodos de campo. Se evaluaron aquellas áreas cercanas a cuerpos de agua, así como microhábitats predispuestos para encontrar anfibios o reptiles, como troncos, rocas, arbustos, entre otros (Heyer et al., 1994). El muestreo tuvo una periodicidad alternada en los distintos períodos del día: en horas de la mañana, entre las 6:00 a las 8:00 con el fin de detectar aquellas especies de hábitos diurnos como los pertenecientes a la familia Dendrobatidae; en horas del mediodía, entre las 11:00 y las 14:00 para aquellos reptiles, principalmente lagartos, que se exhiben y posan con el fin de termoregularse. Y en la noche entre las 18:00 y las 22:00, para organismos que demuestran una mayor actividad nocturna (Angulo et al., 2006). Los animales colectados fueron fotografiados, realizando anotaciones en libreta de campo de su coloración en vida, descripción de caracteres morfológicos determinantes, caracteres morfométricos como Longitud rostro cloaca (LRC), empleando un calibrador digital Mitutoyo ABSOLUTE. Adicionalmente, se tomó registro del despliegue vocal que pueda estar efectuándose empleando una grabadora TASCAM DR100, así como la descripción general del lugar de encuentro, georreferenciando al individuo empleando un GPS GARMIN 62s, teniendo en cuenta la hora de captura, presencia de cuerpos de agua, tipo de sustrato donde se encontraba, condiciones climáticas, temperatura del ambiente y humedad relativa, empleando un termohigrómetro y la actividad que realizaban al momento de la captura. Aquellos individuos seleccionados se sacrificaron mediante técnica de punción cardiaca con roxicaina al 2%, para serpientes y animales de tamaño considerable, para el resto de los anfibios, debido a la capacidad de respirar a través de la piel, fueron sacrificados empleando garhocaína benzocaina al 20%, hasta evidenciar inmovilidad y disminución total de pulsaciones. Se tomó muestra de tejido, muscular, cardiaco o hepático, destinado a investigación molecular. Los organismos sacrificados se dispusieron en bandejas plásticas con papel filtro y absorbente impregnados con formol al 10%, acomodando los especímenes en la mejor posición natural con el fin de evaluar sus caracteres morfológicos apropiadamente (Heyer et al., 1994; Angulo et al., 2006). ii. Métodos de laboratorio: Los individuos colectados se transportaron al laboratorio de Zoología de la Universidad del Tolima, mantenidos en formol al 10% hasta pasado los tiempos de fijación (15 días reptiles, 5-10 días anfibios), posteriormente, se desarrolló la eliminación del fijador, de acuerdo al protocolo propuesto por McDiarmid (1994), a través de lavados de disolución de alcohol y almacenados finalmente en frascos de vidrio con alcohol al 70%. Se realizó y confirmó la determinación de cada uno de los organismos, empleando descripciones taxonómicas, claves dicotómicas y/o publicaciones, así como la comparación diagnostica de los individuos colectados confrontados con los especímenes dispuestos en la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección Anfibios y Reptiles (CZUT-A; CZUT-R). Finalmente fueron ingresados a la CZUT-A y CZUT-R (Heyer et al. 1994; Angulo et al. 2006). iii. Análisis de Datos. Se calculó la abundancia relativa (%) de las especies de herpetofauna encontrada.
- MACROINVERTEBRADOS i. Métodos de campo: Para la metodología de colecta se empleó una red D-Net, con la cual se realizó un barrido, a lo largo de las orillas, sobre la vegetación y el fondo, también se utilizó un juego de tamices con los cuales se tomaron muestras de fondo blando. Diferentes replicas se realizaron para la colecta en función de los microhábitats encontrados (plantas sumergidas, emergentes y flotantes). Las muestras fueron depositadas en frascos debidamente rotulados y conservadas en una solución de formol al 10%. ii. Métodos de Laboratorio: Las muestras colectadas fueron identificadas, separadas, contadas y puestas en alcohol al 70%, posteriormente, fueron determinadas hasta el mínimo nivel taxonómico posible, haciendo uso de un estereomicroscopio Olympus Olympus SZ40, y bajo la guía de las claves y descripciones taxonómicas de diferentes autores, entre los que se encuentran McCafferty (1981), Machado (1989), Needham y Needham (1991), Rosemberg y Resh (1993), Lopretto y Tell (1995), Roldán (1996, 2003), Merrit y Cummins (2008), Domínguez y Fernández (2009). Finalmente, el material biológico fue ingresado a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección macroinvertebrados acuáticos (CZUT-Ma). iii. Análisis de Datos: Se determinó la composición y la estructura de la comunidad de macroinvertebrados presentes en el humedal El Suizo, con base en el índice de abundancia relativa (%AR). Además, se realizó un análisis de correspondencia para analizar las posibles asociaciones entre las variables fisicoquímicas evaluadas y la comunidad de macroinvertebradosd acuáticos del humedal, con el programa Canoco (Braak y Smilauer, 1998), unido a esto se realizó la prueba de Monte Carlo con 1000 permutaciones.
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MASTOFAUNA
i. Trabajo de campo: Para el registro de mamíferos voladores se usaron cinco redes de niebla (12x2.5 m), dispuestas a nivel del suelo, que permanecieron abiertas desde las 17:30 hasta las 22:30 horas y fueron revisadas cada 15-20 minutos. Los individuos capturados se depositaron en bolsas de tela, para ser posteriormente medidos y fotografiados. Los datos morfométricos y morfológicos relevantes fueron consignados en fichas de campo. Para el registro de mamíferos no voladores se realizaron recorridos libres a baja velocidad con el fin de lograr detecciones visuales o auditivas. Asimismo, se realizó una búsqueda de rastros (huellas, heces, madrigueras comederos, entre otras). Para complementar los datos obtenidos, y teniendo en cuenta que los hábitos elusivos de los mamíferos dificultan su registro en tiempos cortos, se realizaron entrevistas semiestructuradas a pobladores locales apoyadas en fotografías de mamíferos de Colombia y complementando con preguntas específicas sobre las especies reconocidas. La determinación taxonómica en campo se realizó siguiendo las claves y guías ilustradas de Gardner (2007), Aranda (2012), Sánchez-Londoño et al. (2014), Suarez y Ramírez-Chaves (2015), Patton et al. (2015), Díaz et al. (2016), entre otras.
ii. Métodos de laboratorio: Los ejemplares colectados fueron transportados al laboratorio del Grupo de Investigación en Zoología de la Universidad del Tolima. El proceso de taxidermia se realizó usando el método de piel rellena (Díaz et al. 1998). Los cuerpos se sometieron a una limpieza con derméstidos. Posteriormente, se tomaron las medidas craneales y se examinaron los caracteres necesarios para su determinación taxonómica con el apoyo de claves y la colección de referencia. Una vez determinados, los ejemplares fueron ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección mamíferos (CZUT- M). iiI. Análisis de datos: Se calculó la abundancia relativa y la riqueza específica. Se consignó la información sobre gremios tróficos, categorías de amenaza nacional (MADS, 2017) y global (IUCN, 2019), apéndices CITES (2017), uso local, endemismo (Ramírez-Chaves, 2016) y migración (MADVT, 2009). - FLORA i. Métodos de campo: El muestreo se realizó con base a la metodología RAP (Rapid Assessment Program), en el cual se trazó un perímetro de 50x2 m, teniendo presente a los individuos con DAP≥1 cm a lo largo. Se colectaron especies arbustivas y herbáceas, a las cuales se les realizó la descripción morfológica y el registro fotográfico, posterior a ello se conservó el material vegetal mediante la utilización de prensa (Esquivel, 1997), lo que permitió su transporte hasta el Herbario TOLI de la Universidad del Tolima. ii. Métodos de laboratorio: Posterior a la colecta, las muestras vegetales se llevaron al laboratorio del Herbario TOLI donde se introdujeron en el horno para su secado, luego se montaron y determinaron taxonómicamente utilizando claves botánicas (Mahecha y Echeverri, 1983; Barrera y Murillo, 1996; González y López, 2012), consultas con expertos y bases de datos de herbarios digitales.
- PLANCTON. Fitoplancton y zooplancton. i. Métodos de campo: Se seleccionaron cuatro puntos sobre el humedal donde se encontraba el espejo de agua despejado, en cada uno de ellos se realizó el filtrado de 100 L de agua utilizando redes planctónicas (poro de malla estándar de 25 y 55 µ). Las muestras filtradas se almacenaron en frascos de 250 ml e inmediatamente fueron fijadas en solución Transeau (Vercellino y Bicudo, 2006). ii. Métodos de laboratorio: La determinación y conteo de la comunidad zooplanctónica y fitoplancton se realizó con un microscopio invertido OLYMPUS, usando la cámara de sedimentación Sedgwick-Rafter (McAlice, 1971). Los individuos fueron contados en campos aleatorios. Las especies abundantes se registraron un mínimo de 100 individuos (Bicudo, 1990). Los valores de densidad fueron convertidos por unidad de área (No/mL, No/m3), de acuerdo a lo establecido por la APHA (2005) (10200F-10200G). Para la determinación taxonómica, se revisaron claves específicas para zooplancton (Elmoor-Loureiro, 1997; Thorp y Covich, 2001; Dodson et al., 2001; Ruggiero et al., 2015), y se soportó con las bases de datos electrónica Video atlas de los microorganismos acuáticos (Pujante, 2011); RWC (Jersabek y Leitner, 2013); Plingfactory (Plewka, 2019); Microworld (Siemensma, 2019), y fitoplancton (Kudo, 1980; Alves da Silva et al., 2011; Oliveira et al., 2011; Oliveira et al., 2013; Da Silva et al., 2016; Tremarin, 2005; Tremarin et al., 2010; Bellinger y Sigee, 2015; Bicudo y Meneses, 2006; Ruggiero et al., 2015). Adicionalmente, se soportó con las bases de datos electrónica Algaebase (Guiry y Guiry, 2018), y para ambos grupos con las bases de datos ITIS, GBIF y CoL. iii. Análisis de datos: 1) Densidad. Se hizo el cálculo de la densidad de organismos por unidad de volumen; 2) Análisis de Correspondencia. Se analizaron las posibles asociaciones entre las variables fisicoquímicas evaluadas y la comunidad zooplanctónica del humedal, con el programa Canoco (Ter Braak y Smilauer, 1998), unido a esto se realizó el test de Monte Carlo con 1000 permutaciones.
Additional info
La estructuración y validación de los registros, se realizó con el apoyo de la Corporación Autónoma Regional del Tolima (CORTOLIMA). Agradecemos a CORTOLIMA y al SiB Colombia por facilitar la publicación de estos datos asegurando que estén disponibles de manera libre y gratuita para las personas de la región y para el público interesado en familiarizarse con la gran diversidad y riqueza natural que alberga el departamento del Tolima.Taxonomic Coverages
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Anatidaerank: family
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Cardinalidaerank: family
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Cathartidaerank: family
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Columbidaerank: family
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Cuculidaerank: family
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Falconidaerank: family
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Fringillidaerank: family
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Furnariidaerank: family
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Icteridaerank: family
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Picidaerank: family
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Polioptilidaerank: family
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Psittacidaerank: family
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Rallidaerank: family
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Thamnophilidaerank: family
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Thraupidaerank: family
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Threskiornithidaerank: family
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Trochilidaerank: family
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Tyrannidaerank: family
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Vireonidaerank: family
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Bufonidaerank: family
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Hylidaerank: family
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Leptodactylidaerank: family
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Colubridaerank: family
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Iguanidaerank: family
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Teiidaerank: family
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Dytiscidaerank: family
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Hydrophilidaerank: family
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Noteridaerank: family
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Scirtidaerank: family
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Chironomidaerank: family
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Culicidaerank: family
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Micropezidaerank: family
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Tachinidaerank: family
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Tipulidaerank: family
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Belostomatidaerank: family
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Naucoridaerank: family
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Nepidaerank: family
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Notonectidaerank: family
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Aeshnidaerank: family
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Coenagrionidaerank: family
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Lestidaerank: family
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Libellulidaerank: family
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Lymnaeidaerank: family
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Physidaerank: family
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Planorbidaerank: family
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Phyllostomidaerank: family
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Didelphidaerank: family
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Amaryllidaceaerank: family
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Anacardiaceaerank: family
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Annonaceaerank: family
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Apocynaceaerank: family
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Araceaerank: family
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Araliaceaerank: family
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Aristolochiaceaerank: family
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Asteraceaerank: family
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Bignoniaceaerank: family
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Combretaceaerank: family
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Cucurbitaceaerank: family
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Cyperaceaerank: family
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Euphorbiaceaerank: family
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Fabaceaerank: family
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Hydrocharitaceaerank: family
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Lamiaceaerank: family
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Malvaceaerank: family
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Marantaceaerank: family
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Myrtaceaerank: family
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Phyllanthaceaerank: family
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Piperaceaerank: family
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Poaceaerank: family
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Pontederiaceaerank: family
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Pteridaceaerank: family
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Rubiaceaerank: family
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Rutaceaerank: family
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Sapindaceaerank: family
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Solanaceaerank: family
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Vitaceaerank: family
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Aconchulinidarank: order
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Arcellinidarank: order
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Bacillarialesrank: order
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Bdelloidearank: order
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Centrohelidarank: order
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Chlamydomonadalesrank: order
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Cyanobacterialesrank: order
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Cyclopoidarank: order
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Desmothoracidarank: order
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Euglenidarank: order
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Eunotialesrank: order
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Fragilarialesrank: order
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Naviculalesrank: order
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Oedogonialesrank: order
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Oocystalesrank: order
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Ploimarank: order
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Trichinellidarank: order
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Volvocalesrank: order
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Zygnematalesrank: order
Geographic Coverages
Bibliographic Citations
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Edison Jahir Duarte Ramosoriginator
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