Caracterización de la biodiversidad de la microcuenca de la quebrada La Aurora para el diseño de un corredor urbano y periurbano que facilite la conectividad ecológica en el municipio de Ibagué, departamento del Tolima

Study Extent

El área de estudio se ubica en el municipio de Ibagué, departamento del Tolima, sobre la región biogeográfica del Valle Magdalena, subregión Alto Magdalena. El municipio se encuentra ubicado, en la parte central de la región andina de Colombia, en la vertiente oriental de la Cordillera Central en su confluencia con el valle del río Magdalena. Dicha quebrada nace en el área rural en la vereda Alaska del municipio de Ibagué, presenta una longitud de 2645.3 m aproximadamente, y recorre los barrios Clarita Botero, La Aurora, Ancón, La Trinidad, Viñas de Calambeo y Calambeo, en este último barrio se une con la quebrada Los Cristales y otros tributarios para formar el río Chipalo.

Sampling

Se muestreo la fauna y la flora presente en las cuatro estaciones de muestreo establecidas para el proyecto en la microcuenca de la quebrada La Aurora (E1 – Cabecera, E2 – parte media (Universidad Antonio Nariño), E3 – Viñas de Calambeo y E4 – Desembocadura). Dentro de cada estación de muestreo, se determinó una metodología particular para cada grupo biológico de interés.

Quality Control

En el proceso de estructuración y validación de los datos, se realizó el control de la calidad de la información. A continuación, se enumeran los procesos asociados a esta actividad: 1. Revisión de la información documentada asociada a los datos biológicos; 2. Estructuración de los datos en el estándar Darwin Core (DwC) según elementos, definiciones y vocabularios controlados; 3. Validación y limpieza de la información consignada en el DwC, 3.1. Corrección de errores de tipeo, para esta tarea se usó OpenRefine, adicionalmente se identificaron datos erróneos como sinonimias, con el uso de Species Matching, COL | The Catalogue of Life, adicionalmente se utilizó Tropicos - Home (tropicos.org), Taxonomic Name Resolution Service y SACC Classification; 4. Finalmente, la base datos DwC se validó haciendo uso del Validador de datos - GBIF.

Method steps

1. A continuación se detallan las metodologías utilizadas por grupos taxonómicos abordados: FLORA: i. Metodología de campo: El método utilizado para determinar la riqueza de las plantas fue el Rapid Assesment Program (RAP), donde, se trazaron transectos de 50x2 m, considerando a los individuos con DAP ≥ 1 cm, los cuales incluyen árboles, arbustos y plantas herbáceas (Villareal et al., 2004). Para el prensado y preservación del material colectado se realizó la técnica propuesta por Esquivel et al. (1997), la cual consiste en el prensado con base preservante de alcohol al 75%, para su posterior transporte al Herbario TOLI de la universidad del Tolima. La evaluación de las epífitas se desarrolló a partir del protocolo para un Análisis Rápido y Representativo de la Diversidad de Epífitas (RRED-analysis) propuesto por Gradstein et al. (2003), en el que, para representar 1 ha de área es necesario el muestreo de ocho árboles para las epifitas vasculares y cinco para epífitas no vasculares. Los individuos seleccionados tuvieron DAP ≥15 cm, una distancia entre sí de más de 25 m y fueron representativos de la variación morfológica del ecosistema. El censo de epifitas vasculares en cada forófito se realizó según la estratificación vertical modificada de la propuesta de Johansson (1974), con división en cuatro estratos: base (1), tronco bajo (2a), tronco alto (2b) y dosel interno (3). La flora no vascular se evaluó al tomar un área de 20x20 cm (400 cm2) por cada una de las zonas de Johansson consideradas (1, 2a, 2b y 3). Los ejemplares colectados se almacenaron en bolsas de papel kraft, debidamente marcadas. ii. Metodología de campo: Las muestras fueron trasladadas al herbario TOLI de la universidad del Tolima para su secado en horno. Una vez secas, mediante claves botánicas (Gentry, 1993; Keller, 1996; Vargas, 2002), consultas con expertos, bases de datos de herbarios digitales, catálogo de planta de Colombia y libros, las plantas colectadas fueron caracterizadas y determinadas. Solamente aquellas muestras fértiles (aquellas con presencias de flores, frutos e inflorescencias) fueron escogidas para ingreso al herbario TOLI de la Universidad del Tolima. Para identificar las muestras de briófitas se prepararon láminas semipermanentes para observación en estereoscopio y microscopio óptico. Se usaron las siguientes claves y literatura especializada: Gradstein y Costa (2003), y Tropicos (2021). Para los líquenes se usaron claves, catálogos digitales y literatura especializada. iii. Análisis de datos. a) Abundancia: Con el fin de determinar la importancia y proporción en la cual se encuentra cada una de las especies con respecto a la comunidad, se calculó la abundancia relativa a partir del número de individuos colectados de cada especie y su relación con el número total de individuos colectados, en las diferentes estaciones evaluadas. b) Representatividad del Muestreo: Con la información recolectada en campo y los ejemplares identificados hasta el nivel taxonómico más detallado posible, se elaboró una base de datos en Microsoft Excel, para establecer los parámetros de composición y abundancia de los diferentes organismos, para la posterior elaboración de la curva de acumulación de especies por medio de los estimadores ACE y CHAO 1, realizados por el programa EstimateS versión 8.2.0 (Colwell, 2009). Los gráficos fueron realizados en el programa R (R Core Team, 2021). c) Diversidad alfa: Con la base de datos elaborada en Excel se compararon las estaciones de muestreo mediante el cálculo de los índices de Margalef, Dominancia y diversidad de Shannon a través del software Past versión 4.04 (Hammer et al., 2001). d) Diversidad beta: Se calculó utilizando un análisis de agrupamiento mediante el índice de similaridad de Bray-Curtis, el cual expresa la diferencia entre la composición de las comunidades de las muestras que pertenecen a localidades de referencia y cualquier muestra con las que se quiera comparar, integrando datos cuantitativos que permiten asignar un valor de importancia a cada una de las especies que conforman la comunidad vegetal (Bray y Curtis, 1957). e) Categorías ecológicas, endemismos y usos de las especias vegetales encontradas: Se elaboró una tabla donde se incluye las categorías ecológicas de las especies determinadas, el grado de amenaza, endemismo, usos, el origen (si es nativa o exótica) y el rango altitudinal. f) Información secundaria: La búsqueda de información secundaria fue realizada en diferentes bases de datos como Google académico, Science Direct, Springer, Jstor, Wiley, Redalyc, Scielo, Plant List, Tropicos, Catálogo de plantas de Colombia, empleando palabras claves: Bosque andino, Bosque subandino, diversidad de epifitas, briofitos, líquenes, entre otras. En el caso de las búsquedas en ingles se usaron marcadores booleanos (e.g., or, nor, and).
2. FAUNA: Lepidópteros diurnos: i. Metodología de campo. Para la captura de ejemplares se utilizaron dos métodos de colecta, el primero con jama o red entomológica y el segundo con trampas Van Someren-Rydon según las especificaciones de Villarreal et al., (2006) y Andrade et al., (2013). En cada localidad se ubicaron cuatro trampas Van Someren-Rydon, durante dos días, abarcando el área de influencia de la quebrada La Aurora. Estas trampas se instalaron espaciadas 50 metros una de la otra, a una distancia entre uno y tres metros por encima del suelo, dependiendo de la estructura de la vegetación y altura del dosel, utilizando como cebo atrayente fruta fermentada y pescado en descomposición, siendo revisadas cada tres horas (Andrade et al., 2013; Ospina, 2014; Peña y Reinoso, 2016). En cuanto a la colecta con red entomológica, se realizaron capturas al azar en transectos de longitud no definida (tipo sendero), tomando como referencia tres lugares distintos con el fin de abarcar gran parte del área a estudiar. Estas dos actividades fueron realizadas desde las 07:00 hasta 19:00 horas por una sola persona, para un total de 24 horas/jama/hombre y 48 horas/trampa por muestreo en cada sitio visitado. Los ejemplares colectados se sacrificaron por presión digital en el tórax y se almacenaron en sobres triangulares de papel milano, registrando los datos de captura como localidad, fecha, coordenadas, altura, hora, número de campo, número del lugar y método de colecta (Andrade et al., 2013). Para el transporte de los ejemplares se utilizó un recipiente de plástico hermético, cuyo interior contenía una base de silica gel, con el fin de evitar la proliferación de hongos por exceso de humedad y otras plagas (Ospina, 2014; Peña, 2016). ii. Metodología de laboratorio. Los ejemplares fueron sometidos al procedimiento de cámara húmeda durante un periodo de 48 horas, para lo cual se dispuso de un recipiente hermético cuya base contenía un paño absorbente humedecido con alcohol al 70%, esto con el fin de lograr el ablandamiento corporal, para su manipulación y montaje (Andrade et al., 2013). Una vez los ejemplares salieron de cámara húmeda, se les realizó un pinchazo en el tórax con alfileres entomológicos dependiendo de su tamaño y se realizó la extensión alar en láminas de poliestireno (icopor), permaneciendo allí aproximadamente ocho días, permitiendo un secado completo de los ejemplares (Ospina, 2014). Para la determinación de los ejemplares se utilizaron las claves, ilustraciones y descripciones de Andrade (1990), D’Abrera, (1982, 1984, 1987a, 1987b, 1989, 1994, 1995), De Vries, (1987), Ehrlich y Ehrlich (1961), Fox y Real (1971), García et al., (2002), Le Crom et al., (2002, 2004), Neild (1996), Willmott (2003). Adicionalmente, se utilizó la base de datos con galería fotográfica Butterflies of America (Warren et al., 2016). Una vez determinados, los ejemplares se ingresaron con todo el protocolo pertinente a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección Lepidópteros (CZUT-LEP). iii. Análisis de datos: a) Representatividad del muestreo: Se realizaron curvas de acumulación de especies utilizando el programa estadístico Estimate S versión 9.1.0 (Colwell, 2019), por medio de los estimadores no paramétricos Chao1 y ACE, los cuales se basan en abundancias, obteniendo de esta manera la estimación de la riqueza esperada y los porcentajes de representatividad del muestro (Villarreal et al., 2006). b) Diversidad alfa y beta: Por medio del programa Paleontological Statistics software package (PAST) versión 4.06 (Hammer, 2021) y con el fin de medir la riqueza del muestreo se calculó el índice de Margalef, el cual transforma el número de especies por muestra a una proporción a la cual las especies son añadidas por expansión de la muestra (Moreno, 2001). Asimismo, se calculó el índice de Shannon-Wiener y el índice de dominancia de Simpson, el primero indica qué tan uniformes están representadas las especies teniendo en cuenta todas las especies muestreadas, mientras que el segundo refleja el grado de dominancia en una comunidad, es decir muestra la probabilidad de que dos individuos sacados al azar de una muestra correspondan a la misma especie (Moreno, 2001; Villarreal et al., 2006). Adicionalmente, con el propósito de establecer posibles similitudes entre los sitios de muestreo, se calculó el índice de Bray-Curtis (Magurran, 1988), utilizando una matriz de abundancias para cada sitio de muestreo y el programa PAST. c) Información secundaria: Se realizó la búsqueda de información en bases de datos científicas, abarcando estudios técnicos, artículos científicos, revistas y libros, con el fin de compilar información de la fauna de lepidópteros diurnos que potencialmente pueda estar en el área de estudio, haciendo énfasis en el municipio de Ibagué, además como lo menciona Camero y Calderón (2007) la composición y estructura de las comunidades en un ecosistema presenta variaciones a lo largo de gradientes altitudinales, por lo tanto se tuvo en cuenta el gradiente altitudinal de la zona de estudio que se encuentra entre los 1200 y 1500 m.s.n.m.
3. Macroinvertebrados acuáticos: i. Metodología de campo: La colecta del material biológico se realizó usando una red surber en cuatro sustratos (roca, grava, arena y hojarasca) siguiendo la metodología propuesta por Wantzen y Rueda (2009). El material se almacenó en frascos plásticos debidamente rotulados y se fijaron con alcohol al 96% para su limpieza y determinación en las instalaciones del Laboratorio de Investigación en Zoología de la Universidad del Tolima. ii. Metodología de laboratorio: En el Laboratorio de Investigación en Zoología, se realizó la limpieza, separación y determinación de los organismos hasta el mínimo nivel taxonómico posible, usando un estereomicroscopio Motic SMZ-168 (10X) y empleando las claves taxonómicas de Posada y Roldán (2003), Merrit et al. (2008), Domínguez y Fernández (2009), Bouchard (2009), Gutiérrez y Dias (2015) y Hamada et al. (2018). Por último, los organismos fueron almacenados en alcohol al 70%, e ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección macroinvertebrados acuáticos (CZUT-Ma). iii. Análisis de datos: Para evaluar la composición y diversidad de la comunidad de macroinvertebrados en la zona de estudio, se realizaron los siguientes análisis: a) Representatividad del muestreo: Se realizó una curva de acumulación de especies, en este caso en específico se usaron los géneros, con el fin de establecer representatividad del muestreo realizado y la proporción de organismos registrados, se emplearon los estimadores Chao 1, ACE, todo esto se realizó en el programa estadístico EstimateS. b) Abundancia relativa: Se determinó la abundancia relativa a partir del número de individuos colectados de cada una de las familias y su relación con el número total de individuos de la muestra. Se calculó con el objetivo de poder determinar la importancia y proporción en la que se encuentra cada uno de los taxones con respecto a la comunidad en el cuerpo de agua. c) Diversidad: Para determinar la diversidad de macroinvertebrados acuáticos, se utilizó los índices de equidad de Shannon-Wiener, riqueza de Margalef y dominancia de Simpson. Adicionalmente, se calculó el índice de similitud de Bray-Curtis el cual hace parte de la diversidad Beta (β), para identificar el grado de similitud entre las zonas por el ensamblaje de especies presentes en ellas (Magurran, 2004). Para el cálculo de los índices se utilizó el paquete estadístico PastProgram® (Hammer et al., 2001). d) Índice de Calidad Ambiental: Este índice permite identificar la calidad del agua del ecosistema evaluado, en este caso se aplicó el índice de bioindicación BMWP/Col (Roldan y Ramírez, 2008). e) Información secundaria: Esta búsqueda se realizó en bases de datos académicas, informes técnicos, revistas científicas, dónde se buscó información relacionada con la comunidad de macroinvertebrados acuáticos que estuviera disponible para esta microcuenca o cuencas cercanas.
4. Ictiofauna: i. Metodología de campo: El muestreo se realizó empleando un equipo de electropesca, la cual es un tipo de pesca ventajoso debido a que no es selectivo y es más eficiente en las capturas por unidad de esfuerzo (Growns et al., 1996). Esta metodología consiste en una corriente que fluye entre dos electrodos opuestos en el agua y que al tener contacto con los peces les produce un estado de electrotaxis (natación de forma obligada), electrotetania y electronarcosis (Lobón-Cerviá, 1996), lo que facilita su captura. En campo, una vez colectados los peces, a algunos ejemplares se les tomaron muestras de tejidos de músculo y aletas, las cuales fueron depositadas en tubos ependorff, posteriormente, fueron catalogados y etiquetados para su ingreso a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima sección tejidos. Una vez tomadas las muestras de tejidos, los ejemplares se sumergieron en una solución de formol al 10% (UFR, 2013), con el fin de evitar la descomposición de tejidos. Las muestras fueron depositadas en bolsas plásticas de sello hermético con la correspondiente etiqueta de campo y se transportaron hasta las instalaciones del Laboratorio de Investigación en Zoología de la Universidad del Tolima. ii. Metodología de laboratorio: Una vez en el laboratorio, los peces se lavaron, se separaron por morfotipos y se pasaron a alcohol al 70% para su conservación. Los ejemplares fueron determinados taxonómicamente siguiendo las claves y descripciones propuestas por García-Melo (2005), Maldonado-Ocampo et al. (2005) y Albornoz et al. (2018); posteriormente, fueron catalogados y etiquetados para su ingreso a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección Ictiología (CZUT-IC). iii. Análisis de datos: a) Representatividad del muestreo: La representatividad del muestreo fue evaluada estimando el número de especies esperadas por medio de la curva de acumulación de especies, empleando los estimadores Chao 1, ACE y Cole mediante el programa EstimateS 9.0 (Colwell, 2013). b) Abundancia relativa AR (%): Se determinó a partir del número de individuos totales, de cada especie, colectados en campo y su relación con el número total de individuos de la muestra. Este parámetro fue calculado con el fin de establecer la importancia y proporción en la cual se encuentra cada una de las especies con respecto a la comunidad. c) Índices de riqueza y diversidad: Para evaluar la riqueza y diversidad de la ictiofauna, se calcularon los índices de riqueza de Margalef (D), diversidad de Shannon-Wiener (H’), dominancia de especies de Simpson (λ) (Ramírez, 1999) y diversidad beta (índice de Bray Curtis) mediante el paquete estadístico PastProgram 2.08 ® (Hammer y Harper, 2001). d) Diversidad Beta (β): La diversidad beta fue evaluada con el índice de Bray-Curtis. Este índice es una medida de similitud que hace énfasis en la importancia de las especies que se tienen en común entre los sitios muestreados (Pielou, 1984). e) Importancia de las especies: Con la información disponible para Colombia, se realizó una revisión de literatura (Lasso et al., 2011; Mojica et al., 2012; Zapata y Usma, 2013), para determinar si las especies registradas son ornamentales, de consumo, migratorias, endémicas y bajo qué grado de amenaza se encuentran. f) Información secundaria: Adicional a la salida de campo realizada y con el fin de generar una información más detallada de la quebrada La Aurora, se realizó la revisión de tesis y bases de datos disponibles en línea, para complementar la composición de la comunidad íctica presente en el área de estudio.
5. Herpetofauna: i. Metodología de campo: El muestreo en campo se realizó mediante la técnica de búsqueda libre, sin restricciones, por encuentro casual y auditivo (Angulo et al., 2006), evaluando áreas cercanas a cuerpos de agua, o microhábitats propicios para anfibios o reptiles, como troncos, rocas, hojarasca, entre otros (Heyer et al., 1994). El muestreo tuvo una periodicidad alternada en los distintos momentos del día, en horas de la mañana, entre las 6:00 a las 10:00, con el fin de detectar aquellas especies de hábitos diurnos como los pertenecientes a la familia Dendrobatidae y aquellos reptiles, principalmente lagartos, que se exhiben y termorregulan; y, en la tarde-noche entre las 16:00 y las 21:00, para organismos que demuestran una mayor actividad nocturna y crepuscular, como serpientes y anuros (Angulo et al., 2006), para un esfuerzo de muestreo promedio de 9 horas/día/hombre. Los animales colectados fueron transportados en bolsas plásticas para su manejo y determinación. Se realizó el registro fotográfico respectivo, georreferenciación y anotaciones correspondientes a su coloración en vida, características morfológicas y morfométricas, así como aspectos comportamentales, climáticos y ecológicos al momento de la captura, con la finalidad contribuir a su determinación y confirmación taxonómica buscando llegar hasta la mínima categoría posible (Angulo et al., 2006). A aquellos organismos que se encontraron vocalizando, se grabó el canto empleando una grabadora digital Tascam DR-40, con el fin de nutrir las bases de cantos. Los individuos seleccionados fueron sacrificados mediante técnica de punción cardiaca con Roxicaina al 2% para reptiles y animales de tamaño considerable. En el caso de los anfibios, dada su capacidad de respiración cutánea, el sacrificio se realizó empleando Garhocaína Benzocaina al 20%, hasta evidenciar inmovilidad y disminución total de pulsaciones. Se tomaron muestras de tejido muscular, cardiaco o hepático, destinado a fututas investigaciones moleculares. Los organismos sacrificados fueron dispuestos en bandejas plásticas con papel filtro y absorbente impregnados con formol al 10%, acomodando los especímenes en la mejor posición natural con el fin de evaluar sus caracteres morfológicos apropiadamente (Heyer et al., 1994; Angulo et al., 2006). ii. Metodología de laboratorio: Los individuos colectados fueron transportados al Laboratorio del Grupo de investigación en Zoología (GIZ) de la Universidad del Tolima, mantenidos en formol al 10% hasta pasado los tiempos de fijación (15 días reptiles, cinco-diez días anfibios), tras lo cual se eliminó el fijador, con base en el protocolo modificado de McDiarmid (1994) a través de lavados de disolución de alcohol y almacenados en frascos de vidrio con alcohol al 70%. Para la confirmación taxonómica de cada uno de los organismos, se emplearon descripciones, claves dicotómicas y/o publicaciones, así como la comparación diagnostica de los individuos colectados confrontados con especímenes dispuestos en la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección Anfibios y Reptiles (CZUT-A; CZUT-R), para posteriormente ser ingresados en la misma (Heyer et al., 1994; Angulo et al., 2006). iii. Análisis de datos: a) Representatividad del muestreo: Se elaboró una curva de acumulación de especies usando el programa estadístico EstimateS versión 9.1.0 (Colwell, 2013). Calculando los valores de los estimadores de riqueza basados en la abundancia, ACE y Chao1 (Moreno, 2001), empleándose 100 aleatorizaciones en todos los cálculos. Se graficaron los valores de los estimadores en el programa Microsoft Office Excel 2019®, en las que se incluyeron las curvas de especies raras: Singletons (especies con un solo individuo) y Dobleutons (especies con dos individuos). b) Abundancia: Se calculó la abundancia relativa (%) de las especies de herpetofauna encontrada. c) Diversidad Alfa y Beta: Para determinar la diversidad alfa se hallaron los índices de Shannon-Wiener, Margalef y dominancia, los cuales relacionan el número de especies de acuerdo con el número total de individuos. Para hallar la diversidad beta, se usó el índice de similitud de Bray–Curtis, con un coeficiente de grupos pareados, con el fin de determinar el grado de similitud entre las diferentes estaciones de muestreo. Esto por medio de del paquete de análisis estadístico PastProgram® (Hammer et al., 2001). d) Categorías Ecológicas: Para la obtención de la información sobre el estado actual de amenaza de las distintas especies, se utilizaron los datos de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN) y la Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (CITES), así como registros y/o publicaciones para estableces el grado de endemismo de las especies. e) Búsqueda de información secundaria: Se realizó la recopilación de información secundaria con la finalidad de conocer las especies de anfibios y reptiles potenciales para el área de estudio, a partir de artículos científicos, bases de datos de colecciones y registros técnicos realizados sobre el área de estudio vinculado con el rango altitudinal de la microcuenca de la quebrada la Aurora.
6. Avifauna: i. Metodología de Campo: Para la determinación de la composición taxonómica de la avifauna se realizaron muestreos mediante el uso de redes de niebla, la observación por puntos de conteo y las observaciones libres (Ralph et al., 1993; Ralph, et al., 1996), con el objetivo de abarcar una mayor área circundante a la quebrada. a) Redes de niebla: En zonas de interés se extendieron tres redes de niebla de 2.5 m de alto x 12 m de largo y 36 mm de malla, según el procedimiento descrito por Ralph et al. (1996). La instalación de las redes se realizó poco antes de iniciar el muestreo (Wunderle, 1994) y se abrieron en los 15 minutos siguientes al amanecer. La revisión se llevó a cabo en intervalos de 30 minutos. Las redes se abrieron durante jornada continua en horario de 07:00 - 17:00. La extracción de las aves capturadas, se realizó mediante el método de sujeción del cuerpo y la técnica de patas primero, descritas por Ralph et al. (1993) y Ralph et al. (1996). A cada una de las aves capturadas se le tomaron los datos relacionados con su edad, condición física, estado reproductivo y medidas morfométricas. Toda la información se registró en formatos de campo siguiendo las recomendaciones de la North American Banding Council (NABC) (2003) y Ralph et al. (2008). Una vez procesadas, las aves fueron liberadas, no obstante, algunos individuos fueron colectados, preparados e ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima (CZUT-OR). b) Conteo por puntos: Mediante el uso de binoculares, se contaron, identificaron y registraron las aves detectadas desde un sitio definido o “punto de conteo”. Cada punto abarcó una superficie circular de 50 m de radio y dentro de él se contaron todas las aves avistadas y escuchadas a lo largo de diez minutos, anotándolas en el orden en que fueron detectadas, junto con los datos correspondientes a localidad-número del punto, fecha, hora, coordenadas, nombre de la especie, número de individuos (Modificado de Ralph et al., 1996). Una vez pasado el tiempo, se realizó un nuevo muestreo en el punto de conteo consecutivo-procurando causar el mínimo de perturbación a las aves e iniciando el conteo desde la llegada al lugar. Con el fin de evitar contar a un mismo individuo en puntos de conteo diferentes, estos estuvieron separados entre sí a una distancia aproximada de 100 m (Ralph et al., 1996). Además, con el fin de complementar el inventario de la avifauna presente en el área de estudio, se implementó la metodología de “Observaciones Libres” mediante la cual se registrarán los individuos observados o escuchados fuera de los puntos de conteo establecidos. c) Determinación taxonómica: Para la determinación hasta el nivel de especie de los individuos capturados en campo y los observados en los puntos de conteo, se emplearon las guías de Hilty y Brown (2001) y Ayerbe (2018). El listado general de las aves siguió la nomenclatura y orden taxonómico sugerido por Remsen et al. (2021). ii. Metodología de laboratorio: Colección de referencia (CZUT-OR). Los individuos colectados fueron preparados como pieles redondas acorde a la metodología convencional de las colecciones científicas propuesta por (Villareal et al. 2004). A cada uno de los individuos se le registró la información correspondiente a su peso, sexo, tamaño/desarrollo gonadal, coloración de las gónadas, cantidad de grasa subcutánea, estado de la osificación del cráneo, número de colector, número de catálogo y comentarios. iii. Análisis de datos: a) Revisión de información secundaria: Se realizó la búsqueda de información secundaria en diferentes libros, artículos y plataformas (ScienceDirect, SPRINGER, Jstor) teniendo en cuenta la altura, zona de vida y ubicación geográfica cerca de las zonas de interés. b) Representatividad del muestreo. Se utilizó el programa estadístico EstimateS versión 9.1.0 (Colwell, 2009) con el fin de calcular la representatividad del muestreo por estación empleando los estimadores no paramétricos basados en la abundancia ACE y Chao1 (Moreno, 2001) y se graficaron los valores de los estimadores haciendo uso del programa Microsoft Office Excel 2013®. c) Diversidad. Para la diversidad alfa en cada una de las estaciones de interés se calcularon los índices de riqueza de Margalef (Dmg), equitatividad de Shannon (H’) y Dominancia (D) por estación. Para evaluar la diversidad beta, se empleó el índice de similitud de Bray-Curtis basado en las abundancias de las especies por cada localidad o punto de interés. Estas pruebas se realizaron empleando el software PAST 3.0 (Hammer et al., 2001). A cada uno de los registros de aves obtenidos mediante las metodologías empleadas, se les consigno la información correspondiente a la categoría de amenaza (Renjifo et al., 2002; Renjifo et al., 2014), el apéndice CITES (Roda et al., 2003), su carácter endémico (Chaparro-Herrera et al., 2013) migratorio o residente (Naranjo y Espinel, 2009; Naranjo et al., 2012, Avendaño, 2017) y la categoría ecológica. Este último criterio se asignó siguiendo las recomendaciones de Stiles y Bohórquez (2000).
7. Mastofauna: i. Metodología de campo: a) Redes de niebla: Para la captura de mamíferos voladores, se realizaron muestreos de 2 días/localidad, empleando cinco redes de niebla de 12x2,5 m, ubicadas ad libitum teniendo en cuenta las características del área de estudio y la composición vegetal de la misma. Las redes operaron desde las 18:00 hasta las 23:00 h, con una frecuencia de monitoreo de 30 minutos. Los individuos capturados se dispusieron en bolsas de algodón para su posterior procesamiento; toma de medidas morfológicas estándar, siguiendo a Simmons y Voss (1998), e información morfológica del ejemplar como masa corporal, y edad determinada por el grado de osificación en las epífisis de las falanges observados contra la luz, siguiendo los criterios propuestos por Dietz et al., (2009). El manejo de los individuos se realizó siguiendo los lineamientos de la Sociedad Americana de Mastozoología (Sikes et al., 2016). b) Trampas cámara: Se instalaron tres cámaras trampa por cada localidad evaluada. Se utilizaron cámaras Bushnell de 10 Mega pixeles, con batería de larga duración y una tarjeta de memoria de 16 Gb. Las cámaras fueron programadas para funcionamiento de 24 horas y toma de secuencia de seis fotografías por cada minuto de detección de movimiento. Las cámaras presentaron una actividad de 30 días consecutivos. Las cámaras fueron dispuestas a lo largo de senderos, y estuvieron asociadas a estaciones cebadas con sardinas, maíz, frutas maduras y maní. Los tipos de cebo se ubicaron de forma aleatoria en las cuatro localidades. c) Recorridos libres: Para el rastreo de indicios se empleó un transecto lineal, de longitud de 2 km; realizándose recorridos libres en horas crepusculares a una velocidad promedio de 1 km/hora. Los avistamientos, huellas, heces, restos y madrigueras fueron tomados como indicios; se registraron datos como especie, número de indicio, hora de encuentro, ubicación y tipo de formación vegetal. Para la identificación de huellas se elaboró un molde con yeso odontológico siguiendo lo propuesto por Aranda (2000). Adicionalmente, a todas las huellas se les realizó un dibujo en acetato transparente, colocándolo por encima de la huella y trazando la silueta de la misma con ayuda de un marcador de punta fina y tinta indeleble. Se realizaron búsquedas visuales en los diferentes estratos de la vegetación y en microhábitats, método especialmente útil para detectar especies diurnas o especies arborícolas nocturnas. Así mismo se realizaron búsquedas de rastros como huellas, heces, madrigueras, comederos, restos óseos, entre otros. d) Encuestas: Teniendo en cuenta que los hábitos de los mamíferos pueden dificultar su registro, se realizaron entrevistas semiestructuradas a pobladores locales apoyadas en fotografías de mamíferos de Colombia y complementando con preguntas específicas sobre las especies reconocidas en las láminas. ii. Metodología de laboratorio: a) Mamíferos voladores: Se recolecto al menos un individuo de cada especie para confirmar la identificación taxonómica siguiendo la propuesta a nivel general de Díaz et al., (2016) y para el caso particular del género Platyrrhinus, Velazco (2005); Velazco y Gardner, (2009) y Velazco et al., (2010). Los especímenes se conservaron como piel de estudio a través de la metodología cráneo limpio y cuerpo seco y fueron depositados en la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección mastofauana. b) Mamíferos medianos: Los moldes en yeso y los dibujos en acetato fueron confrontados contra el catálogo de huellas de los mamíferos de México (Aranda, 2000) y las impresiones de huellas depositadas la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, área mastofauna. iii. Análisis de datos: a) Representatividad de muestreo: Para analizar la integridad del inventario de especies, calculamos los estimadores ACE y Chao 1. Estimadores no paramétrico basado en la abundancia de especies, con el programa EstimateS versión 8.0 (Colwell, 2013). El esfuerzo de captura para los mamíferos voladores se analizó a través de las horas-red totales trabajadas y el éxito de captura, teniendo en cuenta el número de individuos totales capturados respecto al esfuerzo de muestro (individuos/horas-red totales) x 100. El esfuerzo de muestreo a través de las cámaras trampa se determinó mediante el cálculo del porcentaje de fotos efectivas en relación con el número total de fotos tomadas. b) Abundancia relativa: Cuantificamos la riqueza, abundancia de especies de mamíferos para cada localidad. La riqueza de murciélagos se midió como el número de especies efectivas y la abundancia (% AR) se determinó por órdenes, familias y especies. c) Diversidad: Se determinó la Diversidad alfa (α) y beta (β), para el análisis de la alfa- diversidad se emplearon los análisis ecológicos de Shannon-Weinner (H’), Riqueza de Margalef (D) y Dominancia de Simpson (D). Por su parte para el análisis de beta-diversidad, se empleó el índice de Bray-Curtis. d) Categorías ecológicas y amenaza: Las especies registradas, fueron relacionadas con el gremio trófico al que pertenecen y sus hábitos de vida. Así mismo, se resaltaron las especies en categoría de amenaza a nacional (MADS, 2017) o global (IUCN, 2019), categoría CITES, endémicas (Ramírez-Chaves et al., 2016). e) Revisión de información secundaria: Se realizó una revisión de la información disponible sobre los mamíferos presentes en la zona de estudio. Para ello se consultaron publicaciones científicas, documentos técnicos y bases de datos de registros biológicos (SiB Colombia y GBIF). Para la búsqueda en bases de datos de registros biológicos, se elaboró un polígono delimitando la zona de interés y se descargaron los datos resultantes, entre los cuales se tuvieron en cuenta únicamente los registros clasificados hasta el nivel de especie, provenientes de colecciones biológicas, y se optó por tener en cuenta únicamente aquellos datos obtenidos a partir del año 2000 teniendo en cuenta las transformaciones en la zona y con el fin de tener una lograr una mayor aproximación a la composición actual de la mastofauna.

Todos los taxones registrados de animales, plantas y líquenes se identificaron mínimo a nivel de familia. En total, se registran 256 especies correspondientes a 221 animales, 33 plantas y dos líquenes. Agrupados de la siguiente manera: FAUNA - Anfibios: Todos los taxones fueron identificados a nivel de especie. Se registran siete especies agrupadas en seis géneros y seis familias. El género más diverso corresponde a Pristimantis con dos especies. - Aves: Todos los taxones fueron identificados a nivel de especie. Se registran 78 especies agrupadas en 70 géneros y 31 familias. La familia más diversa corresponde a Tyrannidae con 16 especies. - Lepidópteros diurnos: Todos los taxones fueron identificados a nivel de familia o especie. Se registran 114 especies agrupadas en 82 géneros y siete familias. La familia más diversa corresponde a Nymphalidae con 63 especies. - Macroinvertebrados: Todos los taxones fueron identificados a nivel de familia o género. Se registran cerca de 32 taxones pertenecientes a 25 familias y diez ordenes. La orden más diversa corresponde a Diptera con cerca de ocho familias reportadas. - Mamíferos: Todos los taxones fueron identificados a nivel de especie. Se registran once especies agrupadas en diez géneros y ocho familias. El género más diverso corresponde a Carollia con dos especies. - Peces: Todos los taxones fueron identificados a nivel de especie. Se registran cuatro especies agrupadas en cuatro géneros, cuatro familias y tres ordenes. A nivel de orden, el más diverso corresponde a Siluriformes, con dos familias. - Reptiles: Todos los taxones fueron identificados a nivel de especie. Se registran siete especies agrupadas en siete géneros y siete.

1. Annelida
   rank: phylum
2. Arthropoda
   rank: phylum
3. Chordata
   rank: phylum
4. Mollusca
   rank: phylum
5. Platyhelminthes
   rank: phylum

FLORA - Plantas vasculares: Todos los taxones fueron identificados a nivel de género o especie. A nivel de especies, se registran 26 taxones pertenecientes a tres clases, 16 ordenes y 19 familias, la clase más diversa corresponde a las dicotiledóneas (Magnoliopsida) con 19 especies reportadas. - Briofitos: Todos los taxones fueron identificados a nivel de género o especie. A nivel de especie, se reportan siete taxones pertenecientes a siete géneros, siete familias y tres ordenes. La orden más diversa corresponde a Hypnales con tres especies registradas. - Líquenes: Todos los taxones fueron identificados a nivel de género o especie. A nivel de especie, se reportan dos taxones pertenecientes a dos géneros.

1. Physciaceae
   rank: family
2. Coenogoniaceae
   rank: family
3. Collemataceae
   rank: family
4. Lobariaceae
   rank: family
5. Dicranaceae
   rank: family
6. Pilotrichaceae
   rank: family
7. Entodontaceae
   rank: family
8. Fabroniaceae
   rank: family
9. Sematophyllaceae
   rank: family
10. Meteoriaceae
    rank: family
11. Neckeraceae
    rank: family
12. Plagiochilaceae
    rank: family
13. Frullaniaceae
    rank: family
14. Lejeuneaceae
    rank: family
15. Araceae
    rank: family
16. Arecaceae
    rank: family
17. Orchidaceae
    rank: family
18. Commelinaceae
    rank: family
19. Bromeliaceae
    rank: family
20. Poaceae
    rank: family
21. Asteraceae
    rank: family
22. Cactaceae
    rank: family
23. Actinidiaceae
    rank: family
24. Fabaceae
    rank: family
25. Rubiaceae
    rank: family
26. Gesneriaceae
    rank: family
27. Lauraceae
    rank: family
28. Siparunaceae
    rank: family
29. Lacistemataceae
    rank: family
30. Muntingiaceae
    rank: family
31. Melastomataceae
    rank: family
32. Piperaceae
    rank: family
33. Moraceae
    rank: family
34. Urticaceae
    rank: family
35. Meliaceae
    rank: family
36. Solanaceae
    rank: family
37. Aspleniaceae
    rank: family

El área de estudio se ubica en el municipio de Ibagué, departamento del Tolima, sobre la región biogeográfica del Valle Magdalena, subregión Alto Magdalena. El municipio se encuentra ubicado, en la parte central de la región andina de Colombia, en la vertiente oriental de la Cordillera Central en su confluencia con el valle del río Magdalena. Dicha quebrada nace en el área rural en la vereda Alaska del municipio de Ibagué, presenta una longitud de 2645.3 m aproximadamente, y recorre los barrios Clarita Botero, La Aurora, Ancón, La Trinidad, Viñas de Calambeo y Calambeo, en este último barrio se une con la quebrada Los Cristales y otros tributarios para formar el río Chipalo.