Caracterización de grupos hidrobiológicos en Área de perforación exploratoria PLATANILLO, departamento de Putumayo, Colombia

Study Extent

El Bloque Platanillo se localiza en jurisdicción de las veredas La Rosa, Alea, Bajo Mansoyá, Sevilla Peneya y Monteverde en el municipio de Puerto Asís, departamento del Putumayo. Por su parte, el área objeto de licenciamiento, es decir, la zona norte del bloque Platanillo se localiza en el municipio de Puerto Asís, departamento del Putumayo y abarca un área de 2535.88 hectáreas cuya área de influencia directa se ubica en jurisdicción de las veredas Kanakas, Peneya, Monteverde y Bajo Mansoyá (por vía de acceso).

Sampling

Etapa pre-campo: Durante esta etapa, se determinó cuáles eran los puntos más opcionados para realizar los muestreos, teniendo en cuenta la cartografía base del proyecto. En esta etapa, también se recolectó la información disponible sobre los ecosistemas de la zona encontrada en estudios previos y se diseñó el plan de muestreo.

Method steps

1. Etapa de campo: Los muestreos y análisis de laboratorio fueron realizados por MAHT LTDA. (Resolución No.: 1090 IDEAM) Antes de iniciar las labores de muestreo en campo, se realizó un recorrido de reconocimiento previo en todo el cuerpo de agua, con el fin de delimitar el área o zona de donde se debe tomar la muestra (posición de GPS), realizando una descripción general del cuerpo de agua teniendo en cuenta el tipo de sustrato, condiciones climáticas, tipo de vegetación en la ribera, velocidad de la corriente, posibles fuentes de contaminación, apariencia y calidad de agua (pH, oxígeno, conductividad, turbiedad, etc). Se tomó un buen registro fotográfico del sitio de muestreo, aguas arriba, aguas abajo, margen izquierdo, margen derecho, y el hábitat que lo rodea para la posterior interpretación de los resultados y elaboración del informe. La toma de muestras, se debió realizar en dirección aguas abajo a aguas arriba, ya que esto evita el colectar organismos que posiblemente hayan sido desprendidos desde aguas arriba.
2. Fitoplancton: Para la toma de muestras de Fitoplancton, se buscó un lugar de remanso preferiblemente con incidencia de la luz solar; se utilizó una red cónica, a través de la cual se filtraron dos (2) muestras de 10 Litros cada una. Se tuvo en cuenta el no remover ni agitar bruscamente el agua, para evitar tomar sedimento del fondo o que éste se mezclara con el agua a filtrar. Esta red en su parte inferior tiene un colector, en el cual se concentraron los organismos. En la Tabla 1-53 se presentan las técnicas, unidades y esfuerzos de muestreo para este grupo. Una vez filtrada la muestra, se procedió a lavar vigorosamente la red dentro del cuerpo de agua, evitando el ingreso de la misma por la boca de la red dentro del cuerpo de agua, para desprender de esta manera el plancton que haya quedado adherido al cono. Se retiró el frasco colector de la red, se agitó la muestra hasta que se concentrara y envasara en un frasco plástico.
3. Las muestras concentradas fueron fijadas y preservadas en frascos de plástico ámbar con solución Transeau y Lugol, se marcó y tapó bien el recipiente y luego se embaló para su transporte al laboratorio. Finalmente, las muestras fueron rotuladas y sus datos fueron consignados en cadenas de custodia y formatos de campo.
4. Zooplancton La colecta de las muestras se efectuó siguiendo casi la misma metodología de la toma de fitoplancton; se usó una red cónica, y aunque el volumen filtrado por muestra fue el mismo que para la toma de fitoplancton, la diferencia es que en este caso, se realizó tres filtrados por estación, para un total de 30 litros de agua superficial.
5. Las muestras fueron depositadas en frascos ámbar plásticos debidamente etiquetados. Para evitar la contracción o distorsión de las membranas celulares de los microorganismos, se adicionó a la muestra un agente narcótico. Una vez los microorganismos fueron adormecidos y pasados 30 minutos de haber adicionado los agentes narcotizantes (agua carbonatada), se agregó la solución fijadora (Solución Transeau: agua, etanol al 90% y formol al 40%, en proporciones 6:3:1 respectivamente). Finalmente, las muestras fueron trasladadas al laboratorio para su posterior análisis.
6. Comunidad perifítica: La composición de las comunidades de perifiton pueden variar en función del sustrato escogido y de la disponibilidad de luz, por lo tanto, la colecta de las muestras se efectuó raspando los sustratos sumergidos en los cuerpos de agua, como rocas, troncos y hojas. Para este propósito, se empleó como instrumento colector un cepillo de dientes y se tuvo en cuenta como unidad de muestreo, un área de raspadura o cuadrante de perifiton de 3 cm x 2.0 cm, quedando así un área primaria de muestreo de 6 cm2; es importante tener en cuenta, que un barrido se compone del raspado del sustrato ida y vuelta. La colecta se realizó sin discriminar ningún tipo de sustrato, los cuales luego se integran en una sola muestra por punto de monitoreo.
7. Posteriormente, los microorganismos adheridos al instrumento fueron resuspendidos en un frasco de plástico ámbar con solución Transeau, al cual se le agregaron unas gotas de Lugol para facilitar la identificación en el laboratorio. Las muestras fueron marcadas, registradas en las planillas de campo y almacenadas en una nevera de icopor para su posterior traslado al laboratorio.
8. Comunidad bentónica: Una vez en la estación de muestreo, se identificaron los diferentes microhábitats y las características físicas del medio (profundidad, sustrato, dimensiones, entre otros aspecto), se procedió a seleccionar el tipo de herramienta muestreal necesaria para satisfacer las necesidades del proyecto. Se muestrearon por cada punto de monitoreo 40 metros lineales del cuerpo de agua, distribuidos equitativamente, aguas arriba y aguas abajo del punto definido.
9. Una vez definido el tramo de 40 metros, se realizaron entre 5 y 10 muestreos aleatorios, colocando la Red Surber sobre el sustrato con la abertura en contra a la corriente; de esta manera, el material removido del sustrato fue arrastrado hacia el interior del cono de la red, donde los sedimentos junto con los organismos quedan retenidos. El esfuerzo de muestreo se realizó teniendo en cuenta una distribución equitativa y la presencia de los diferentes tipos de ambientes como umbrales, hoyas y raudales, y su respectiva profundidad.
10. En cada punto escogido, se colocó el marco de la Red Surber, sobre el fondo a contracorriente; fijándose que la malla quedara en posición aguas abajo sin dejar espacios entre el fondo y el marco de la red para evitar la filtración del agua. Se tomó la muestra girando cuidadosamente con la mano todos los elementos que se encontraran dentro del marco de la red como: piedras, hojarasca, grava, arena, etc., hasta una profundidad entre 5 cm y 10 cm. Una vez recogida la muestra, se lavó dentro del cuerpo de agua muestreada, para eliminar el exceso de sedimento.
11. Se realizó una selección manual de los macro-invertebrados acuáticos presentes en los cuerpos de agua muestreados para la conformación de un blanco; éste permitió identificar de manera general algunos organismos presentes en el sistema y fue de gran ayuda en el momento de analizar la composición de la muestra en el laboratorio.
12. Comunidad de macrófitas: A partir de las características de los cuerpos de agua muestreados, no se registraron macrófitas; sin embargo, se presenta a continuación la metodología general que se aplica para la caracterización de esta comunidad hidrobiológica.
13. La toma de macrófitas acuáticas se realiza manualmente, utilizando cuadrantes de 1 m2 donde se trata de obtener una muestra representativa. Las muestras son extraídas con todas las estructuras posibles (raíces, hojas, etc.), lo cual facilita su identificación. Es de anotar que se colecta un (1) representante de cada especie (completo con todas sus estructuras vegetativas), para su posterior análisis en laboratorio.
14. Comunidad íctica: La toma de muestras de la comunidad íctica se realizó en transectos de 100 metros por cada estación de monitoreo, empleando varios métodos de muestreo, entre los que se encuentran: nasa, atarrayas y anzuelos, los cuales dependieron de las características de cada estación de muestreo.
15. La nasa se utilizó para colectar especies de morfometrías medianas y pequeñas, realizando varios barridos en áreas de poca profundidad y en diversos microhábitats que se encontraron en el transecto. Por otro lado, se utilizó dos tipos de atarrayas (la una con ojo de malla de 2,5 cm y la otra de 1,5 cm). Se registró el número de lances de atarraya en cada estación, con el fin de afinar la estandarización del esfuerzo pesquero, dadas las diferencias de transparencia, profundidad, sustrato y abundancia de sitios reconocidos por los pescadores como propicios, para efectuar los lances en cada estación. Adicionalmente, se realizó muestreos haciendo uso de anzuelos en los cuerpos de agua, donde esta actividad era desarrollada por habitantes del sector.
16. En la medida de lo posible, cada arte de pesca fue replicado en horario diurno y nocturno, con el fin de tener muestras de las especies que son activas tanto de día como de noche.
17. Los individuos capturados fueron devueltos a su medio natural, después de tomar fotografías y registrar los caracteres más distintivos (datos merísticos y morfométricos, así como coloración en cuerpo y aletas). Como complemento, se desarrolló encuestas no estructuradas a los pobladores de la zona, sobre la riqueza íctica del área. Aquellos individuos que no fueron posibles de identificar in situ, fueron colectados; estos fueron manipulados con cuidado para evitar su deterioro. Los peces fueron conservados completos y sin mutilaciones.
18. Etapa de laboratorio: En esta etapa, se procedió al análisis de las muestras colectadas en campo, mediante la determinación de la composición y abundancia de las comunidades hidrobiológicas en los cuerpos de agua muestreados. La etapa de laboratorio es una de las más importantes, por cuanto se obtienen los resultados de las comunidades monitoreadas.
19. El recuento e identificación de los organismos del plancton y el perifiton, se realizó con base en la metodología propuesta en los textos de la APHA-AWWA-WPCF; APHA (American Public Health Association), AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods Edición 22 (2012). Se empleó un microscopio de luz compuesto, en un aumento de 10X y/o 40X y la ayuda de una cámara Sedgwick-Rafter, realizándose varios transectos visuales, desarrollando barridos en zig-zag, tratando de abarcar toda la placa. Para la identificación y ubicación taxonómica de estas comunidades se utilizaron claves taxonómicas especializadas.
20. Las muestras colectadas de macroinvertebrados acuáticos, fueron separadas en tamices de diferente micraje (180 μm, 425 μm y 4.25 mm) y analizadas sobre bandejas esmaltadas blancas, cajas de petri y portaobjetos con ayuda de un microscopio de luz o estereoscopio (aumentos de 7.5X y 50X), según la necesidad. Para la identificación de la comunidad bentónica, se utilizó bibliografía especializada.
21. Aunque no se identificaron macrófitas en los cuerpos de agua muestreados, la identificación se basa en la observación de las estructuras vegetativas y florales de las plantas. Cuando es necesario, se diseccionan las macrófitas con la ayuda de un estereoscopio (aumentos de 7.5X y 50X), pinzas y agujas finas; teniendo en cuenta la metodología propuesta en los textos de la APHA-AWWA-WPCF; APHA (American Public Health Association, AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods Edición 22 (2012) e Integrated Taxonomy Information System (ITIS). La identificación de familias se realiza con ayuda de la clave taxonómica (Gentry, 1993) y la realización de la fórmula floral para la identificación de géneros y especies.
22. Por último, la comunidad íctica se identificó teniendo en cuenta la merística y morfometría. La identificación se basó en claves y bibliografía especializada.

3.314 registros de grupos hidrobiológicos pertenecientes a los reinos: Chromista, Plantae, Animalia, Protozoa, Bacteria, Protista. Corresponden a 20 filo, 29 clases, 76 órdenes, 157 familias y de los cuales 118 registros fueron identificados hasta especie (41 especies) y 2.834 hasta género.

1. Bacillariophyceae
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2. Zygnematophyceae
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3. Polypodiopsida
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4. Insecta
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5. Chlorophyceae
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6. Liliopsida
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7. Magnoliopsida
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8. Lobosa
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9. Eurotatoria
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10. Cyanobacteriia
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11. Branchiopoda
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12. Trebouxiophyceae
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13. Actinopterygii
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14. Hexanauplia
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15. Euglenoidea
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16. Filosia
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17. Lycopodiopsida
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18. Clitellata
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19. Malacostraca
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20. Ostracoda
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21. Dinophyceae
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22. Bivalvia
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23. Gastropoda
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24. Ulvophyceae
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25. Leptospirae
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26. Arachnida
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27. Bryopsida
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28. Tubulinea
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29. Maxillopoda
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Los datos fueron tomados al interior del Área de Perforación Exploratoria PLATANILLO, ubicada en el municipio de Puerto Asís, departamento de Putumayo, Colombia.