Biota presente en el humedal Corinto, departamento del Tolima

Study Extent

El proyecto se ejecutó en el humedal Corinto ubicado en el barrio Verde Sol, dentro de la zona urbana del municipio de Melgar, departamento de Tolima. Pertenece a la subzona hidrográfica río Sumapaz, que a su vez tributa sus aguas a la zona hidrográfica del Alto Magdalena (IDEAM, 2013); comprende un área inundable aproximada de 1.2 ha y una altura promedio de 323 m.s.n.m.

Sampling

AVIFAUNA: Para realizar el inventario de las especies de aves registradas en el área, se implementaron dos metodologías según lo propuesto por Ralph et al. (1996), con el objetivo de abarcar una mayor área circundante al humedal. HERPETOFAUNA: El muestreo se realizó mediante la técnica de búsqueda libre, sin restricciones, por encuentro visual. ICTIOFAUNA: Los individuos se colectaron mediante el empleó la electropesca. MACROINVERTABRADOS: Para la colecta de individuos se empleó una red D-Net y un juego de tamices. Diferentes replicas se realizaron para la colecta de las muestras en función de los microhábitats encontrados (plantas sumergidas, emergentes y flotantes). MASTOFAUNA: La metodología utilizada se basó en la propuesta por García et al. (2015), establecida para mamíferos voladores y no voladores. FLORA: Para la colecta del material vegetal en el humedal, se utilizó la técnica propuesta por Villareal et al. (2004). PLANCTON: Se utilizaron redes de malla fina. Para la determinación taxonómica, se revisaron claves específicas.

Quality Control

En el proceso de estructuración y validación de los datos, se realizó el control de la calidad de la información. A continuación, se enumeran los procesos asociados a esta actividad: 1. Revisión de la información documentada asociada a los datos biológicos; 2. Estructuración de los datos en el estándar Darwin Core (DwC) según elementos, definiciones y vocabularios controlados; 3. Validación y limpieza de la información consignada en el DwC, 3.1. Corrección de errores de tipeo, para esta tarea se usó OpenRefine, adicionalmente se identificaron datos erróneos como sinonimias, con el uso de Species Matching, COL | The Catalogue of Life; 4. Finalmente, la base datos DwC se validó haciendo uso del Validador de datos - GBIF.

Method steps

1. Se realizó el inventario de las aves, herpetos, mamíferos, peces, macroinvertebrados acuáticos, plancton y flora presente en el humedal Corinto, para ello se llevó a cabo la siguiente estrategia metodológica: AVIFAUNA i. Trabajo de campo: i.i. Redes de niebla. En zonas cercanas al humedal se extendieron cinco redes de niebla de 2.5 m de alto x 12 m de largo y 36 mm de malla, según el procedimiento descrito por Ralph et al. (1996). La instalación de las redes se realizó poco antes de iniciar el muestreo (Wunderle, 1994) y se abrieron en los 15 minutos siguientes al amanecer. La revisión se llevó a cabo en intervalos de 30 minutos para asegurar la integridad de los ejemplares (NABC, 2003); Ralph et al. 2008). Las redes se abrieron durante un día en horario de 06:00-11:00 y 15:00-18:00, para conseguir un esfuerzo de 40 horas red/muestreo. La extracción de las aves capturadas se realizó bajo los métodos de sujeción del cuerpo y la técnica de patas primero, descritas por Ralph et al. (1993) y Ralph et al. (1996), la cual proporciona agilidad en la extracción de los individuos y garantiza su integridad. A cada uno de los individuos capturados, se les registraron los datos relacionados con edad, condición física, estado reproductivo y medidas morfométricas, los cuales fueron consignados en formatos de campo siguiendo las recomendaciones de la North American Banding Council (NABC, 2003) y Ralph et al. (2008). Una vez procesadas, las aves fueron liberadas no obstante, algunos individuos fueron colectados, preparados e ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima (CZUT-OR); i.ii. Conteo por puntos. Mediante el uso de binoculares, se contaron, identificaron y registraron las aves detectadas desde un sitio definido o “punto de conteo”. Cada punto (en total cinco) abarcó una superficie circular de 50 m de radio y dentro de este se contaron todas las aves avistadas y escuchadas a lo largo de diez minutos, anotándolas en el orden en que fueron detectadas, junto con los datos correspondientes a localidad: número del punto, fecha, hora, coordenadas, tipo de registro (visual y/o auditivo), nombre de la especie, número de individuos, hábitat y distancia del individuo al borde del agua (Modificado de Ralph et al., 1996). Una vez pasado el tiempo, se realizó un nuevo muestreo en el punto de conteo consecutivo, procurando causar el mínimo de perturbación a las aves e iniciando el conteo desde la llegada al lugar, con el fin de evitar contar a un mismo individuo en puntos de conteo diferentes, estos estuvieron separados entre sí a una distancia aproximada de 100 m (Ralph et al. 1996). Debido a que en ocasiones la identificación in situ de algunas especies resultó difícil, se procedió a ubicar el individuo mediante el método de “Búsqueda Intensiva” (Ralph et al., 1996), con el fin de fotografiarlo para su posterior identificación; i.iii. Observaciones libres. Se realizó con el fin de complementar el inventario de la avifauna presente en el área de estudio, mediante la cual se registraron los individuos que fueron observados o escuchados fuera de los puntos de conteo establecidos. ii. Trabajo de laboratorio: Para la determinación hasta el nivel de especie de los individuos capturados en campo y los observados en los puntos de conteo (u observaciones libres), se emplearon las guías de Hilty y Brown (2001), Restall et al. (2006), McMullan et al. (2010) y Ayerbe (2018). El listado general de las aves siguió la nomenclatura y orden taxonómico sugerido por Remsen et al. (2019). Los individuos colectados fueron preparados e ingresados a la Colección de referencia (CZUT-OR) como pieles redondas acorde a la metodología convencional de las colecciones científicas propuesta por Villareal et al. (2004). A cada uno de los individuos se le registró la información correspondiente a su peso, sexo, tamaño/desarrollo gonadal, coloración de las gónadas, cantidad de grasa subcutánea, estado de la osificación del cráneo, número de colector, número de catálogo y comentarios. iii. Análisis de Datos. Se calculó la abundancia relativa a nivel de órdenes, familia y especies de aves registradas. Asimismo, a cada uno de los registros de aves obtenidos mediante las metodologías empleadas, se les documentó la categoría ecológica siguiendo las recomendaciones de Stiles y Bohórquez (2000).
2. HERPETOFAUNA i. Métodos de campo. Se evaluaron aquellas áreas cercanas a cuerpos de agua, así como microhábitats predispuestos para encontrar anfibios o reptiles, como troncos, rocas, arbustos, entre otros (Heyer et al., 1994). El muestreo tuvo una periodicidad alternada en los distintos períodos del día: en horas de la mañana, entre las 6:00 a las 8:00 con el fin de detectar aquellas especies de hábitos diurnos como los pertenecientes a la familia Dendrobatidae; en horas del mediodía, entre las 11:00 y las 14:00 para aquellos reptiles, principalmente lagartos, que se exhiben y posan con el fin de termoregularse. Y en la noche entre las 18:00 y las 22:00, para organismos que demuestran una mayor actividad nocturna (Angulo et al., 2006). Los animales colectados fueron fotografiados, realizando anotaciones en libreta de campo de su coloración en vida, descripción de caracteres morfológicos determinantes, caracteres morfométricos como Longitud rostro cloaca (LRC), empleando un calibrador digital Mitutoyo ABSOLUTE. Adicionalmente, se tomó registro del despliegue vocal que pueda estar efectuándose empleando una grabadora TASCAM DR100, así como la descripción general del lugar de encuentro, georreferenciando al individuo empleando un GPS GARMIN 62s, teniendo en cuenta la hora de captura, presencia de cuerpos de agua, tipo de sustrato donde se encontraba, condiciones climáticas, temperatura del ambiente y humedad relativa, empleando un termohigrómetro y la actividad que realizaban al momento de la captura. Los animales colectados fueron fotografiados y determinados, se realizaron anotaciones respecto a su coloración en vida y la actividad que realizaba al momento de la captura. Aquellos individuos seleccionados se sacrificaron mediante técnica de punción cardiaca con roxicaina al 2%, para las serpientes y animales de tamaño considerable, para el resto de los anfibios, debido a la capacidad de respirar a través de la piel, fueron sacrificados empleando garhocaína benzocaina al 20%, hasta evidenciar inmovilidad y disminución total de pulsaciones. Se tomó muestra de tejido, muscular, cardiaco o hepático, destinado a investigación molecular. Los organismos sacrificados se dispusieron en bandejas plásticas con papel filtro y absorbente impregnados con formol al 10%, acomodando los especímenes en la mejor posición natural con el fin de evaluar sus caracteres morfológicos apropiadamente (Heyer et al., 1994; Angulo et al., 2006). ii. Métodos de laboratorio: Los individuos colectados se transportaron al laboratorio de Zoología de la Universidad del Tolima, mantenidos en formol al 10% hasta pasado los tiempos de fijación (15 días reptiles, 5-10 días anfibios), posteriormente, se desarrolló la eliminación del fijador, de acuerdo al protocolo propuesto por McDiarmid (1994), a través de lavados de disolución de alcohol y almacenados finalmente en frascos de vidrio con alcohol al 70%. Se realizó y confirmó la determinación de cada uno de los organismos, empleando descripciones taxonómicas, claves dicotómicas y/o publicaciones, así como la comparación diagnostica de los individuos colectados confrontados con los especímenes dispuestos en la Colección Zoológica de la universidad del Tolima, sección anfibios y reptiles (CZUT-A; CZUT-R). Finalmente fueron ingresados a la CZUT sección Anfibios y Reptiles (Heyer et al., 1994; Angulo et al., 2006). iii. Análisis de Datos. Se calculó la abundancia relativa (%) de las especies de herpetofauna encontrada.
3. ICTIOFAUNA i. Métodos de campo: i.i. Colecta. Para la colecta de los individuos se empleó la electropesca por las ventajas que representa frente a otros artes de pesca convencionales, en términos de volumen y talla de captura de los organismos (Mojica y Galvis, 2002). Adicionalmente, es el método que más se ajusta a las condiciones que presentan los cuerpos de agua andinos, y el más utilizado para estimar la abundancia y composición en ecosistemas dulceacuícolas (Maldonado-Ocampo et al., 2005), su principal limitación se observa en aguas con mala conductividad (Mojica y Galvis, 2002). El equipo de electropesca se empleó en las zonas cercanas a los márgenes y, en general, en profundidades no mayores a 1.5-2 m. La unidad de muestreo estuvo constituida por un transecto de 100 m lineales, y ancho variable, con un esfuerzo de muestreo de una hora de trabajo por estación de muestreo; i.ii. Métodos de sacrificio, fijación y transporte de muestras. Sacrificio: Los ejemplares fueron sumergidos en una solución de aceite de clavo o eugenol (17 mg/L, por 10 minutos) y se recambió el agua para evitar su muerte. Los ejemplares se mantuvieron en la solución descrita anteriormente hasta que el movimiento opercular cesó, siguiendo lo propuesto por American Veterinary Medical Association AVMA, 2013. Fijación: Una vez cesaron los movimientos operculares, los ejemplares se sumergieron en una solución de formol al 10%, para su transporte, evitando así la descomposición de tejidos. Transporte: Los especímenes fueron depositados en bolsas plásticas de sello hermético, con la correspondiente etiqueta de campo, y se transportaron vía terrestre en una nevera hermética, hasta el Laboratorio de Investigación en Zoología (LABINZO) de la Universidad del Tolima, en la ciudad de Ibagué. Una vez en el laboratorio, el material biológico se pasó a alcohol al 70% para su preservación final. ii. Métodos de Laboratorio: El material íctico se determinó taxonómicamente empleando literatura especializada de Maldonado-Ocampo et al. (2005); posteriormente, se realizó el ingreso del material a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima, sección Ictiología (CZUT-IC). iii. Análisis de datos: Se determinó la composición y abundancia con el fin de determinar la importancia y proporción en la cual se encuentra cada una de las especies con respecto a la comunidad, se calculó la abundancia relativa a partir del número de individuos colectados de cada especie y su relación con el número total de individuos colectados, en el humedal. Asimismo, para determinar si las especies se encuentran bajo alguna categoría de amenaza, o si son migratorias, o utilizadas como especies ornamentales y de consumo, se realizó una revisión de literatura especializada (Ajiaco-Martínez et al., 2012; Lasso, 2011; Mojica et al., 2011; Zapata y Usma, 2013).
4. MACROINVERTEBRADOS i. Métodos de campo: Se empleó una red D-Net, con la cual se realizó un barrido a lo largo de las orillas, sobre la vegetación y el fondo, también se utilizó un juego de tamices con los cuales se tomaron muestras de fondo blando. Diferentes replicas se realizaron para la colecta de las muestras en función de los microhábitats encontrados. Las muestras fueron depositadas en frascos debidamente rotulados y conservadas en una solución de formol al 10%. ii. Métodos de Laboratorio: Las muestras colectadas fueron identificadas, separadas, contadas y puestas en alcohol al 70%, posteriormente fueron determinadas hasta el mínimo nivel taxonómico posible, con un estéreo- microscopio Olympus SZ40, siguiendo la guía de las claves y descripciones taxonómicas de autores como, McCafferty (1981), Machado (1989), Needham y Needham (1991), Rosemberg y Resh (1993), Lopretto y Tell (1995), Roldán (1996, 2003), Merrit y Cummins (2008), Domínguez y Fernández (2009), y posteriormente fueron ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima sección macroinvertebrados (CZUT-Ma). iii. Análisis de Datos: A partir de la determinación taxonómica de los organismos, se determinó la composición y la estructura de la comunidad de macroinvertebrados, con base en el cálculo del índice de abundancia relativa (%AR).
5. MASTOFAUNA i. Trabajo de campo: Para el registro de mamíferos voladores se usaron cinco redes de niebla (12x2.5 m), dispuestas a nivel del suelo, que permanecieron abiertas desde las 17:30 hasta las 22:30 horas y fueron revisadas cada 15-20 minutos. Los individuos capturados se depositaron en bolsas de tela, para ser posteriormente medidos y fotografiados. Los datos morfométricos y morfológicos relevantes fueron consignados en fichas de campo. Para el registro de mamíferos no voladores se realizaron recorridos libres a baja velocidad con el fin de lograr detecciones visuales o auditivas. Asimismo, se realizó una búsqueda de rastros (huellas, heces, madrigueras comederos, entre otras). ii. Métodos de laboratorio: La determinación taxonómica en campo se realizó siguiendo las claves y guías ilustradas de Gardner (2007), Aranda (2012), Sánchez-Londoño et al. (2014), Suarez y Ramírez-Chaves (2015), Patton et al. (2015), Díaz et al. (2016), entre otras. Para complementar los datos obtenidos, y teniendo en cuenta que los hábitos elusivos de los mamíferos dificultan su registro en tiempos cortos, se realizaron entrevistas semiestructuradas a pobladores locales apoyadas en fotografías de mamíferos de Colombia y complementando con preguntas específicas sobre las especies reconocidas (Sánchez et al., 2004). iiI. Análisis de datos: Se calculó la abundancia relativa y la riqueza específica. Se consignó la información sobre gremios tróficos, categorías de amenaza nacional (MADS, 2017) y global (IUCN, 2019), apéndices CITES (2017), uso local, endemismo (Ramírez-Chaves, 2016) y migración (MADVT, 2009).
6. FLORA i. Métodos de campo: El muestreo se realizó con base a la metodología RAP (Rapid Assessment Program), en el cual se trazó un perímetro de 50x2 m, teniendo presente a los individuos con DAP≥1 cm a lo largo. Se colectaron especies arbustivas y herbáceas, a las cuales se les realizó la descripción morfológica y el registro fotográfico, posterior a ello se conservó el material vegetal mediante la utilización de prensa (Esquivel, 1997), lo que permitió su transporte hasta el Herbario TOLI de la Universidad del Tolima. ii. Métodos de laboratorio: Las muestras colectadas en campo, luego de reposar en el laboratorio del Herbario TOLI se secaron, montaron y se determinaron taxonómicamente utilizando claves botánicas de Mahecha y Echeverri (1983), Barrera y Murillo (1996), González y López (2012), consultas con expertos y bases de datos de herbarios digitales.
7. PLANCTON. Fitoplancton y zooplancton. i. Métodos de campo: Se seleccionaron cuatro puntos sobre el humedal donde se encontraba el espejo de agua despejado, en cada uno de ellos se realizó el filtrado de 100 L de agua utilizando redes planctónicas (poro de malla estándar de 25 y 55 µ). Las muestras filtradas se almacenaron en frascos de 250 ml e inmediatamente fueron fijadas en solución Transeau (Vercellino y Bicudo, 2006). ii. Métodos de laboratorio: La determinación y conteo de la comunidad zooplanctónica y fitoplancton se realizó con un microscopio invertido OLYMPUS, usando la cámara de sedimentación Sedgwick-Rafter (McAlice, 1971). Los individuos fueron contados en campos aleatorios. Las especies abundantes se registraron un mínimo de 100 individuos (Bicudo, 1990). Los valores de densidad fueron convertidos por unidad de área (No/mL, No/m3), de acuerdo a lo establecido por la APHA (2005) (10200F-10200G). Para la determinación taxonómica, se revisaron claves específicas para zooplancton (Elmoor-Loureiro, 1997; Thorp y Covich, 2001; Dodson et al., 2001; Ruggiero et al., 2015), y se soportó con las bases de datos electrónica Video atlas de los microorganismos acuáticos (Pujante, 2011); RWC (Jersabek y Leitner, 2013); Plingfactory (Plewka, 2019); Microworld (Siemensma, 2019), y fitoplancton (Kudo, 1980; Alves da Silva et al., 2011; Oliveira et al., 2011; Oliveira et al., 2013; Da Silva et al., 2016; Tremarin, 2005; Tremarin et al., 2010; Bellinger y Sigee, 2015; Bicudo y Meneses, 2006; Ruggiero et al., 2015). Adicionalmente, se soportó con las bases de datos electrónica Algaebase (Guiry y Guiry, 2018), y para ambos grupos con las bases de datos ITIS, GBIF y CoL. iii. Análisis de datos: 1) Densidad. Se hizo el cálculo de la densidad de organismos por unidad de volumen; 2) Análisis de Correspondencia. Se analizaron las posibles asociaciones entre las variables fisicoquímicas evaluadas y la comunidad zooplanctónica del humedal, con el programa Canoco (Ter Braak y Smilauer, 1998), unido a esto se realizó el test de Monte Carlo con 1000 permutaciones.

Todas las aves, herpetos y mamíferos fueron identificados a nivel de especie, mientras los macroinvertebrados, el plancton y la flora fueron identificados mínimo a nivel de clase. En total, se registran 50 especies entre los siete grupos evaluados para el humedal Corinto, así: AVIFAUNA: Se reportan 35 especies, pertenecientes a 34 géneros, 20 familias y nueve ordenes. El orden más diverso corresponde a Passeriformes con 23 especies.

1. Anatidae
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2. Ardeidae
   rank: family
3. Charadriidae
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4. Cuculidae
   rank: family
5. Emberizidae
   rank: family
6. Falconidae
   rank: family
7. Furnariidae
   rank: family
8. Galbulidae
   rank: family
9. Jacanidae
   rank: family
10. Parulidae
    rank: family
11. Picidae
    rank: family
12. Podicipedidae
    rank: family
13. Psittacidae
    rank: family
14. Thamnophilidae
    rank: family
15. Thraupidae
    rank: family
16. Threskiornithidae
    rank: family
17. Troglodytidae
    rank: family
18. Turdidae
    rank: family
19. Tyrannidae
    rank: family
20. Vireonidae
    rank: family

HERPETOFAUNA: Se reporta una especie de la clase Amphibia.

1. Leptodactylidae
   rank: family

ICTIOFAUNA: Se reporta una especie de la clase Actinopterygii.

1. Characidae
   rank: family

MACROINVERTEBRADOS: Se reportan 19 taxones pertenecientes a los phyllum Annelida, Arthropoda y Mollusca. Dentro de estos, el orden más rico corresponde a Diptera con cinco familias registradas.

1. Branchiopoda
   rank: class
2. Clitellata
   rank: class
3. Collembola
   rank: class
4. Gastropoda
   rank: class
5. Insecta
   rank: class

MASTOFAUNA: Se registran cinco especies agrupados en cinco géneros y tres familias. La familia más diversa corresponde a Phyllostomidae con tres especies reportados.

1. Didelphidae
   rank: family
2. Phyllostomidae
   rank: family
3. Vespertilionidae
   rank: family

FLORA: Todas las plantas se identificaron a nivel de género, y en un 48% nivel de especie. Se reportan siete especies de plantas vasculares agrupadas en seis géneros, seis familias, seis ordenes y tres clases. Cyperaceae es la familia más diversa en el humedal Corinto con dos especies reportadas.

1. Cyperaceae
   rank: family
2. Poaceae
   rank: family
3. Pontederiaceae
   rank: family
4. Asteraceae
   rank: family
5. Euphorbiaceae
   rank: family
6. Fabaceae
   rank: family
7. Lamiaceae
   rank: family
8. Malvaceae
   rank: family
9. Myrtaceae
   rank: family
10. Onagraceae
    rank: family
11. Salviniaceae
    rank: family

PLANCTON: Se reportan cerca de 44 taxones pertenecientes a los reinos Animalia (15), Plantae (14), Chromista (6), Protozoa (6) y Bacteria (3). El phyllum Rotifera (Animalia) es el que presenta la mayor diversidad con diez géneros registrados.

1. Cymbellaceae
   rank: family
2. Fragilariaceae
   rank: family
3. Naviculaceae
   rank: family
4. Pinnulariaceae
   rank: family
5. Chydoridae
   rank: family
6. Macrothricidae
   rank: family
7. Scenedesmaceae
   rank: family
8. Selenastraceae
   rank: family
9. Sphaerocystidaceae
   rank: family
10. Zygnemataceae
    rank: family
11. Nostocaceae
    rank: family
12. Oscillatoriaceae
    rank: family
13. Spirulinaceae
    rank: family
14. Peridiniaceae
    rank: family
15. Trichuridae
    rank: family
16. Euglenaceae
    rank: family
17. Brachionidae
    rank: family
18. Euchlanidae
    rank: family
19. Lecanidae
    rank: family
20. Lepadellidae
    rank: family
21. Notommatidae
    rank: family
22. Philodinidae
    rank: family
23. Synchaetidae
    rank: family
24. Trichotriidae
    rank: family
25. Euglyphidae
    rank: family
26. Cyclopidae
    rank: family
27. Arcellidae
    rank: family
28. Centropyxidae
    rank: family
29. Nebelidae
    rank: family
30. Chlorellaceae
    rank: family
31. Closteriaceae
    rank: family
32. Desmidiaceae
    rank: family
33. Peniaceae
    rank: family
34. Zygnemataceae
    rank: family
35. Clathrulinidae
    rank: family

El proyecto fue llevado a cabo en el humedal Corinto, ubicado en la municipio de Melgar, departamento del Tolima.