Línea base general de recursos hidrobiológicos para el valle medio del Magdalena - VMM

Study Extent

El área priorizada de proyectos de hidrocarburos en la cuenca del Valle Medio del Magdalena denominada Guane-Kalypso y Platero, tiene una extensión total aproximada de 178.958 ha, se encuentra entre los 0 y los 216 m s. n. m., en los departamentos de Santander (municipios de Puerto Wilches, Barrancabermeja y Sabana Torres), Bolívar (municipios de Cantagallo y San Pablo) y Antioquia (municipio de Yondó). Los principales biomas son el Zonobioma Húmedo Tropical, el Helobioma, Hidrobioma y Peinobioma de la unidad biogeográfica del Magdalena Medio y Depresión Momposina. Los monitores de aguas superficiales para esta primera fase los desarrollamos y dividimos en tres sectores principales para facilitar su análisis posteriormente. Los cuales enmarcamos para la parte norte del área priorizada en la zona de estudio de Guane-Kalypso; al sur de este, se ubicó la zona de estudio de Platero y hacia el oriente la zona de caracterización. Todos estos los encontramos ubicados dentro del municipio de Puerto Wilches, Santander. Dentro de esta zona se establecieron estaciones en diferentes humedales de carácter Lótico, clasificados según su orden (1,2,3,4), incluidos algunos puntos en el río Magdalena y otros se ubicaron en humedales lénticos dentro del área de estudio.

Sampling

Antes de iniciar con la recolección de muestras de las diferentes comunidades hidrobiológicas realizamos un recorrido de hasta 500 m en el punto de muestreo con el fin de reconocer diferentes microhábitats o coriotopos, que permitieran la obtención de muestras representativas. Se seleccionó un tramo para las comunidades hidrobiológicas de 100 metros. Una vez , definimos los tramos tomamos la profundidad dentro de cada uno de los puntos del transecto con una ecosonda. Adicionalmente en cada punto tomamos los datos de los parámetros in situ de temperatura, conductividad, solidos disueltos totales (TDS), oxígeno disuelto, porcentaje de saturación de oxígeno y pH, previo al inicio de actividades de muestreo con ayuda de un equipo multiparamétrico marca Hanna HI98194. Y posteriormente efectuamos la toma de muestras fisicoquímicas de agua para que posteriormente fueran analizadas en el laboratorio Químico de Consultas Industriales de la Universidad Industrial de Santander. Los parámetros que van a ser analizados para las muestras de agua son carbono orgánico, fosforo disponible, magnesio, calcio, sodio, total de solidos disueltos, sólidos totales, sólidos en suspensión, sólidos solubles, fosfatos, nitratos, silicatos, grasas y aceites, sustancias activas al azul de metileno (SAAM), carbonatos, dureza cálcica, dureza total y alcalinidad.

Quality Control

- Para las muestras se efectuaron muestras por triplicado. - Se efectuó revisión de cada uno de los resultados para las diferentes comunidades. -Asociado con el análisis de las muestras, se tomó registro fotográfico de cada morfoespecie por punto, para poder verificar la identificación realizada para las diferentes comunidades hidrobiológicas. -Se efectuó la identificación de organismos de las diferentes comunidades con claves regionales actualizadas, y se verificó la taxonomía con bases especializadas.

Method steps

1. MACROINVERTEBRADOS ACUÁTICOS Para esta comunidad dependiendo de las características intrínsecas de cada una de las estaciones se usaron diferentes técnicas de muestreo. Toma de muestras cuantitativas con red tipo D o multihabitat Luego que identificados los diferentes microhábitats dentro del tramo de cada una de las diferentes estaciones y la forma como se distribuían dentro de este, se repartió el esfuerzo de muestreo (kicks o pateos) dentro de los diferentes hábitats. El esfuerzo total fue de total de 20 kicks para cada muestra. La distribución de estos dentro de los hábitats definidos se efectuó de manera proporcional al área ocupada por cada uno dentro de la estación. El área total muestreada con esta técnica para cada uno de los puntos fue de tres metros cuadrados. En todos los cuerpos lóticos el muestreo se realizó en la dirección contraria al flujo de agua, de aguas abajo a aguas arriba. En los ríos no vadeables, el muestreo lo efectuamos teniendo en cuenta todos los ecotonos existentes por una de sus orillas a lo largo del tramo, hasta una profundidad segura para efectuar el muestreo, siempre que no pudiéramos hacer uso de un bote. Una vez se completaban los kicks, tomamos todo el material atrapado en el copo de la red y la tamizamos con ayuda de un tamiz de 350 micrómetros para eliminar el exceso de material particulado. Adicionalmente en este lavado retiramos todo el material de gran tamaño como palos, rocas y hojas, para evitar el deterioro de los individuos dentro de la muestra. Toma de muestras cuantitativas asociadas a macrófitas con red tipo D Para este tipo de muestreo utilizamos la misma red tipo D o multihabitat definida dentro del método anterior. Para este tipo de toma de muestras sumergimos la red por debajo del tapete de macrófitas, aproximadamente un metro, tratando de generar la menor turbulencia posible, una vez allí, subimos rápidamente la red para evitar la pérdida de organismos. Las macrófitas que quedaron dentro del área del marco de la red se enjuagaron dentro de esta, para que los organismos que se encontraban sujetos a las raíces y demás estructuras de la planta se soltaran y quedaran dentro de esta.
   La mayor parte del material vegetativo se desechó, previa revisión visual para evitar la perdida de organismos. Este proceso se realizó cinco (5) veces por sitio de muestreo para integrar la muestra por cada punto, cada una de las cuales tuvo un área total de 0.45 m2. En algunas estaciones debido a la profundidad del cuerpo de agua el muestreo lo efectuamos desde un bote. En cada estación tomamos muestras por triplicado. Toma de muestras con draga Para la toma de muestra con draga se ancló previamente el bote y se midió la profundidad con ayuda de la sonda. La draga se aseguró con una cuerda y se lanzó verticalmente hasta el fondo del cuerpo de agua, después de haber llegado al fondo, se envió el mensajero por el cabo para accionar el cierre de la draga. Posteriormente se subió la draga, para recibir el material béntico. En cada punto se efectuaron tres dragados; el sedimento se depositó en un tamiz con ojo de malla de 350 μm, donde se lavó para evitar el exceso de sedimento en la muestra. El área total muestreada con esta técnica fue de 0.067 m2. La preservación se efectuó con etanol al 90%, adicionando el material bentónico en bolsas resellables. Una vez en el laboratorio, las muestras fueron lavadas nuevamente con un tamiz y se separaron todos los individuos bajo estereoscopio. Posteriormente se identificaron al nivel taxonómico más bajo posible haciendo uso de claves especializadas como Hamada et al, 2018.
2. COMUNIDADES PLANCTÓNICAS (FITOPLANCTON Y ZOOPLANCTON) Una vez se definía la estación, se tomó una muestra integrada a profundidad y hacia el ancho del cuerpo de agua. Esta integración se efectuó a partir de nueve submuestras de tres puntos sobre un mismo transecto perpendicular a la costa. La distancia entre cada punto fue equidistante, tratando de cubrir el ancho del cuerpo de agua para zonas vadeable y hasta el punto medio o zona de mayor profundidad para grandes ríos. En cada punto se tomaron tres muestras para la comunidad fitoplanctónica y tres para la zooplanctónica. Previamente, se estableció la profundidad de disco Secchi, para lo cual se uso el disco Secchi. Este se sumergió verticalmente desde uno de los costados del bote o en la mitad del cuerpo de agua en las estaciones en las que no hicimos uso este. Para establecer la zona fótica efectuamos una primera medición a la profundidad en la que el observador, que mira el plato verticalmente desde la superficie, dejó de verlo y una segunda medición cuando el mismo observador volvió a verlo al arrastrar el disco hacia la superficie. El promedio de estas dos mediciones es llamado profundidad de transparencia de Secchi. El valor promedio obtenido (profundidad de transparencia de Secchi) lo multiplicamos por 2,7 para obtener la profundidad de la zona fótica. Cuando la estación presentó una profundidad menor a dos metros, la muestra se recolectó entre 0,5 a 1 m por debajo de la superficie, de igual forma en cuerpos vadeables con ayuda de la botella de Van Dorn. En cuerpos con profundidades mayores a dos metros efectuamos la integración de las submuestras de agua tomando una de superficie (aproximadamente a 30 cm), otra a la mitad de la profundidad de capa fótica y la última unos centímetros por encima de la profundidad de la capa fótica (2,7 * la profundidad de transparencia de Secchi (DS)). Estas las vaciamos en un balde; para posteriormente filtrar el contenido con la red de fitoplancton (23 µm) o zooplancton (63 µm), según fuera el caso. Este proceso lo repetimos hasta completar las nueve submuestras definidas en el transecto perpendicular a la orilla a las diferentes profundidades, el cual correspondió a un volumen de 27 litros con una botella de 3 litros. Una vez se realizó la integración con el volumen definido, tomamos el colector y adicionamos el contenido en el frasco plástico de color ámbar, previa concentración en este.
   Para las muestras de fitoplancton se adicionó un mililitro de Lugol por cada 100 ml de muestra y posteriormente se adicionó la solución fijadora (formalina al 4% bufferada) en relación 1:1. Mientras que para la comunidad zooplanctónica adicionamos agua carbonatada o soda para relajar los individuos y posteriormente el fijador en relación 1:1 (formalina al 4% bufferada). Los análisis se efectuaron en microscopio convencional a 40X, con la ayuda de cámaras Sedgwick Rafter (SR) para ambas comunidades. El conteo para la comunidad fitoplanctónica se efectuó hasta alcanzar 400 células, posteriormente si este número se alcanzó antes de terminar toda la placa SR, se efectuó un barrido para revisar e identificar las demás morfoespecies presentes. Si Por el contrarió no se alcanzaba a obtener el conteo de células definido se contaron hasta cinco cámaras SR. Mientras para la comunidad zooplanctónicas, se contaban 10 alícuotas de cada muestra y se registraron las abundancias en individuos/L .
3. COMUNIDAD FITOPERIFÍTICA Debido a las variaciones típicas entre los humedales lóticos y lénticos en la zona de estudio y dependiendo de la disponibilidad de sustratos en cada una de las estaciones o por la profundidad en estas se efectuaron dos diferentes metodologías para la obtención de las muestras fitoperifíticas, las cuales explicamos a continuación. Toma de muestras en sustratos duros naturales o artificiales Para la toma de este tipo de muestras, extrajimos el sustrato seleccionado del agua, que podía ser una roca, tronco, o sustrato artificial, para evitar la pérdida de algas por efecto de la corriente. Posteriormente ubicamos el marco con área definida (3 x 3 cm) sobre la estructura para raspar dentro de este el biofilm presente con cepillo de dientes y posteriormente este lo lavamos en aproximadamente 50 ml de agua filtrada para desprender las algas adheridas. Este proceso lo repetimos varias veces para abarcar un área aproximada de 100 cm2 (12 cuadrantes de 3x3 cm). Una vez habíamos efectuado todos los raspados correspondientes para el área en mención, adicionamos 0,5 ml de Lugol y fijamos con solución de formalina al 4% bufferada en proporción 1:1. Toma de muestras sobre plantas acuáticas o partes sumergidas de helófitas (Epifiton) Para este tipo de toma de muestra fitoperifítica tomamos tallos cortados de aproximadamente 5 cm longitud de macrófitas sumergidas que presentaban incidencia lumínica, en general cortamos 10 fragmentos de macrófitas de forma cilíndrica para cada una de las muestras. Este material lo dispusimos en el frasco de muestra con agua filtrada y fijamos con formalina la 4% buferada en relación 1;1. Posteriormente cada fragmento lo raspamos en el laboratorio con un cepillo y lavamos cuidadosamente dentro de la muestra las cerdas de este, para desprender las algas adheridas. El análisis de las muestras se efectuó en microscopio invertido, con celdas de sedimentación de 10 ml. Para el análisis las muestras se homogenizaron previamente y se pusieron a sedimentar durante 24 horas. Posteriormente se contaron hasta un máximo de 400 células. Identificando cada morfoespecie con la ayuda de guías regionales especializadas.
4. COMUNIDAD DE MACRÓFITAS ACUÁTICAS La composición de especies presentes para las comunidades de macrófitas (hidrófitos y helófitas) la obtuvimos a partir de cuadrantes de 1 metro x 1 metro, que dispusimos en transectos de 10 metros en cada tramo de 100 metros; mientras que su la determinamos por medio del porcentaje de cobertura definida en el total del área muestreada para cada punto, asociada a los cuadrantes trabajados para los hidrófitos y helofitos respectivamente. Toma de muestra de macrófitas en humedales de carácter lótico vadeables y no vadeables En cada uno de los tramos definimos dos transectos sobre el cuerpo del agua (perpendiculares a la orilla) y dos transectos paralelos al cauce, estos últimos intercalados en cada una de sus orillas. En los transectos que definimos sobre el cuerpo de agua, ubicamos 10 cuadrantes consecutivos de 1 x 1 metro de forma perpendicular a este, cinco aguas arriba y cinco aguas abajo de este. Dicho proceso lo realizamos en ambas orillas y en el centro del cuerpo de agua, distanciándolos equitativamente. En cada cuadrante que dispusimos sobre el cuerpo de agua, definimos el porcentaje de cobertura de cada una de las especies presentes. En algunos casos, cuando el cuerpo de agua no era muy ancho solo se pudo colocar uno de los tres. Cada uno de los transectos que trabajamos los referenciamos al inicio y final, tanto para la franja de hidrófitos como de helófitas.
   En el caso de los humedales lóticos no vadeables, como el río Magdalena, la idea era efectuar dos transectos paralelos a la orilla para helófitas e hidrofitos, pero debido a la alta carga de sedimento del río, el establecimiento de la comunidad de macrófitas de tipo hidrofitos era nula en la franja de orilla. A pesar de esto se efectuó la caracterización de los hidrofitos en las zonas donde se pudo caminar. Una vez terminábamos de medir las coberturas en las tres zonas del cuerpo de agua con los cuadrantes, seleccionamos una de las orillas para efectuar la medición de coberturas para la franja de helófitas. Los cuadrantes se ubicaron sobre el transecto de 10 metros de longitud, uno seguido del otro. Toma de muestra de macrófitas en humedales de carácter léntico Para cada estación definimos entre dos y tres transectos cada uno compuesto por diez cuadrantes de 1 x 1 m, ubicados desde la orilla hacia la parte interior del cuerpo de agua en puntos diferentes, siempre que el parche de macrófitas fuera lo suficientemente extenso, con el fin de abarcar todos los organismos que pudieran estar presentes desde la zona orilla hacia el interior, abarcando las plantas helófitas e hidrófitas. En caso contrario, ubicamos dos transectos de forma paralela a la orilla en el borde exterior del parte del parche de macrófitas y dos en la franja de helófitas. En cada uno de los cuales tomamos 10 cuadrantes de1 x 1 metro de manera continua. Preservación y prensado de las muestras Adicionalmente, para cada una de las especies que encontramos dentro de las estaciones, colectamos una muestra para su posterior identificación en laboratorio, la cual preservamos con etanol al 96% y prensamos. Cada uno de los morfotipos los rotulamos en cinta de enmascarar y en el pliego de papel periódico, Previamente eliminamos los excesos de material vegetal que pudieran deteriorar la muestra, así como el sedimento que pudiera tener. Para cada uno de estos intentamos que tuvieran todas las estructuras presentes, incluidas flor y fruto, siempre que las encontramos maduras. La identificación se realizó posteriormente a que las plantas fueron alistadas y secadas para el montaje para entrega de colecciones. La identificación se realizó con claves regionales.

MACROINVERTEBRADOS ACUÁTICOS Para Aguas altas el total de individuos fue de 22831 individuos representados en 2069 registros biológicos con una densidad total de 47535,82 Ind/m2 de macroinvertebrados acuáticos distribuidos en 80 familias, 160 géneros y 212 morfoespecies. Para aguas bajas el total de individuos fue de 29736 individuos representados en 2406 registros biológicos con una densidad de 37155,79 Ind/m2 distribuidos en 82 familias, 164 géneros 243 morfoespecies y La taxonomía propuesta sigue Hamada et al., 2018; y para cada grupo a nivel genérico se emplearon claves o artículos científicos de Referencia.

1. Hirudinida
   rank: order
2. Hemiptera
   rank: order
3. Diptera
   rank: order
4. Odonata
   rank: order
5. Ephemeroptera
   rank: order
6. Trombidiformes
   rank: order
7. Trichoptera
   rank: order
8. Rhynchobdellida
   rank: order
9. Veneroida
   rank: order
10. Plecoptera
    rank: order
11. Architaenioglossa
    rank: order
12. Tubificida
    rank: order
13. Lepidoptera
    rank: order
14. Diplostraca
    rank: order
15. Basommatophora
    rank: order
16. Hemiptetra
    rank: order
17. Collembola
    rank: order
18. Neuroptera
    rank: order
19. Araneae
    rank: order
20. Decapoda
    rank: order
21. Neotaenioglossa
    rank: order
22. Mesogastropoda
    rank: order
23. Sarcoptiformes
    rank: order
24. Lumbriculida
    rank: order
25. Cyclestherida
    rank: order
26. Haplotaxida
    rank: order
27. Megaloptera
    rank: order
28. Coleoptera
    rank: order
29. Oribatida
    rank: order
30. Neoophora
    rank: order

FITOPLANCTON Para Fitoplancton se obtuvo un total de 53741 individuos representados en 1227 registros biológicos con una densidad total de 2709986,75 células/L distribuidos en 56 familias, 77 géneros y 231 morfoespecies. Mientras que en aguas bajas se obtuvo un total de 108315 individuos representados en 1156 registros con una densidad total de 41132167,99 células/L distribuidos en 53 familias, 89 géneros y 222 morfoespecies La taxonomía propuesta sigue Algabase.org; y para cada grupo a nivel genérico se emplearon claves o artículos científicos de Referencia.

1. Eunotiales
   rank: order
2. Fragilariales
   rank: order
3. Aulacoseirales
   rank: order
4. Naviculales
   rank: order
5. Gonyaulacales
   rank: order
6. Euglenida
   rank: order
7. Sphaeropleales
   rank: order
8. Surirellales
   rank: order
9. Melosirales
   rank: order
10. Desmidiales
    rank: order
11. Oedogoniales
    rank: order
12. Cymbellales
    rank: order
13. Oscillatoriales
    rank: order
14. Bacillariales
    rank: order
15. Cryptomonadales
    rank: order
16. Nostocales
    rank: order
17. Pseudanabaenales
    rank: order
18. Mastogloiales
    rank: order
19. Zygnematales
    rank: order
20. Spiirulinales
    rank: order
21. Synechococcales
    rank: order
22. Acrochaetiales
    rank: order
23. Tabellariales
    rank: order
24. Licmophorales
    rank: order
25. Chlamydomonadales
    rank: order
26. Chlorococcales
    rank: order
27. Goniochloridales
    rank: order
28. Synurales
    rank: order
29. Trebouxiales
    rank: order
30. Pyrenomonadales
    rank: order
31. Peridiniales
    rank: order
32. Chroococcales
    rank: order
33. Surirellales
    rank: order
34. Zygnematales
    rank: order
35. Chlorellales
    rank: order
36. Gymnodiniales
    rank: order
37. Mischococcales
    rank: order
38. Chromulinales
    rank: order
39. Achnanthales
    rank: order
40. Cocconeidales
    rank: order
41. Trebouxiophyceae
    rank: order
42. Ulotrichales
    rank: order

ZOOPLANCTON Para zooplancton se obtuvo en aguas altas un total de 3409 individuos representados en 357 registros biológicos con una densidad total de 1869,42 Ind/L distribuidos en 24 familias, 27 géneros y 54 morfoespecies. Mientras que para aguas bajas se obtuvo un total de 4915 individuos representados en 485 registros biológicos con una densidad total de 3707,82 Ind/L distribuidos en 21 familias, 24 géneros y 53 morfoespecies La taxonomía propuesta sigue GBIF.org; y para cada grupo a nivel genérico se emplearon claves o artículos científicos de Referencia.

1. Moinidae
   rank: family
2. Arcellidae
   rank: family
3. Testudinellidae
   rank: family
4. Brachionidae
   rank: family
5. Euchlanidae
   rank: family
6. Lecanidae
   rank: family
7. Proalidae
   rank: family
8. Trichocercidae
   rank: family
9. Dicranophoridae
   rank: family
10. Notommatidae
    rank: family
11. Cyclopidae
    rank: family
12. Cyprididae
    rank: family
13. Asplanchnidae
    rank: family
14. Filiniidae
    rank: family
15. Synchaetidae
    rank: family
16. Trichotriidae
    rank: family
17. Diaptomidae
    rank: family
18. Bosminidae
    rank: family
19. Daphniidae
    rank: family
20. Epiphanidae
    rank: family
21. Sididae
    rank: family
22. Mytilinidae
    rank: family
23. Macrothricidae
    rank: family
24. Lepadellida
    rank: family
25. Chydoridae
    rank: family

FITOPERIFITON Para fitoperifiton en aguas altas se obtuvo un total de 55366 individuos representados en 1575 registros biológicos, con una densidad total de 11626237,89 Células/cm2, distribuidos en 49 familias, 67 géneros y 224 morfoespecies. Mientras que en aguas bajas se obtuvo un total de 79497 individuos representados en 1735 registros biológicos, con una densidad total de 37894770,73 Células/cm2, distribuidos en 63 familias, 98 géneros y 303 morfoespecies La taxonomía propuesta sigue Algabase.org; y para cada grupo a nivel genérico se emplearon claves o artículos científicos de Referencia.

1. Eunotiales
   rank: order
2. Naviculales
   rank: order
3. Oedogoniales
   rank: order
4. Mastogloiales
   rank: order
5. Zygnematales
   rank: order
6. Desmidiales
   rank: order
7. Nostocales
   rank: order
8. Sphaeropleales
   rank: order
9. Aulacoseirales
   rank: order
10. Cryptomonadales
    rank: order
11. Cymbellales
    rank: order
12. Bacillariales
    rank: order
13. Oscillatoriales
    rank: order
14. Synechococcales
    rank: order
15. Chaetophorales
    rank: order
16. Surirellales
    rank: order
17. Acrochaetiales
    rank: order
18. Cocconeidales
    rank: order
19. Euglenida
    rank: order
20. Spiirulinales
    rank: order
21. Eunotiales
    rank: order
22. Zygnematales
    rank: order
23. Chlamydomonadales
    rank: order
24. Chlorellales
    rank: order
25. Ulvales
    rank: order
26. Mischococcales
    rank: order
27. Chaetophorales
    rank: order
28. Balliales
    rank: order
29. Surirellales
    rank: order
30. Fragilariales
    rank: order
31. Odeogoniales
    rank: order
32. Gymnodiniales
    rank: order
33. Chlorococcales
    rank: order
34. Trebouxiales
    rank: order
35. Klebsormidiales
    rank: order
36. Cladophorales
    rank: order
37. Achnanthales
    rank: order
38. Melosirales
    rank: order
39. Microthamniales
    rank: order
40. Synurales
    rank: order
41. Thalassiosirales
    rank: order
42. Trebouxiophyceae
    rank: order
43. Ulotrichales
    rank: order

MACRÓFITAS ACUÁTICAS Para macrófitas acuáticas para aguas altas se obtuvo una cobertura total de 439,20 m2, representados por 245 registros biológicos en con la presencia de 34 familias, 62 géneros y 104 morfoespecies. Mientras que en aguas bajas se obtuvo una cobertura total de 574,75 m2 representados por 288 registros biológicos en con la presencia de 38 familias, 85 géneros y 122 morfoespecies La taxonomía propuesta sigue Fernández et al., 2015 y Velázquez, 1994; y para cada grupo a nivel genérico se emplearon claves o artículos científicos de Referencia

1. Nymphaeales
   rank: order
2. Alismatales
   rank: order
3. Commelinales
   rank: order
4. Poales
   rank: order
5. Salviniales
   rank: order
6. Lamiales
   rank: order
7. Asterales
   rank: order
8. Myrtales
   rank: order
9. Caryophyllales
   rank: order
10. Fabales
    rank: order
11. Zingiberales
    rank: order
12. Polypodiales
    rank: order
13. Sapindales
    rank: order
14. Malpighiales
    rank: order
15. Malpighiales
    rank: order
16. Hookeriales
    rank: order
17. Selaginellales
    rank: order
18. Pandanales
    rank: order
19. Liliales
    rank: order
20. Porellales
    rank: order
21. Blechnales
    rank: order
22. Brassicales
    rank: order
23. Gentianales
    rank: order
24. Hymenophyllales
    rank: order
25. Malvales
    rank: order
26. Metzgeriales
    rank: order
27. Saxifragales
    rank: order
28. Solanales
    rank: order

El área de estudio propuesta para Guane-Kalypso y Platero, se encuentra ubicada principalmente en el departamento de Santander en los municipios de Puerto Wilches, Barrancabermeja, Sabana de Torres. Con influencia también en el departamento de Bolívar en los municipios de Cantagallo y San Pablo, así como en el departamento de Antioquia en el municipio de Yondó. Esta área de estudio es de aproximadamente 178.958 ha