We’re sorry, but GBIF doesn’t work properly without JavaScript enabled.
Our website has detected that you are using an outdated insecure browser that will prevent you from using the site. We suggest you upgrade to a modern browser.
{{nav.loginGreeting}}
  • Get data
      • Occurrences
      • GBIF API
      • Species
      • Datasets
      • Trends
  • How-to
    • Share data

      • Quick-start guide
      • Dataset classes
      • Data hosting
      • Standards
      • Become a publisher
      • Data quality
      • Data papers
    • Use data

      • Featured data use
      • Citation guidelines
      • GBIF citations
      • Citation widget
  • Tools
    • Publishers

      • IPT
      • Data validator
      • Suggest a dataset
      • Scientific Collections
    • Users

      • Data processing
      • Derived datasets
      • rgbif
      • MAXENT
      • Tools catalogue
    • GBIF labs

      • Species matching
      • Name parser
      • Sequence ID
      • Relative observation trends
      • GBIF data blog
  • Community
    • Network

      • Participant network
      • Nodes
      • Publishers
      • Network contacts
      • Community forum
      • alliance for biodiversity knowledge
    • Volunteers

      • Mentors
      • Ambassadors
      • Translators
      • Citizen scientists
    • Activities

      • Capacity enhancement
      • Training and learning resources
      • Programmes & projects
      • Living Atlases
  • About
    • Inside GBIF

      • What is GBIF?
      • Become a member
      • Governance
      • Funders
      • Partnerships
      • Release notes
      • Implementation plan
      • Contacts
    • News & outreach

      • News
      • Newsletters and lists
      • Events
      • Ebbe Nielsen Challenge
      • Young Researchers Award
      • Science Review
  • User profile

Análisis de Integridad Biológica para el Distrito Regional de Manejo Integrado Atuncela. Convenio CVC. Univalle 108 de 2017

Citation

Bolívar- García W, Barona Cortés E, Bolívar W (2019). Análisis de Integridad Biológica para el Distrito Regional de Manejo Integrado Atuncela. Convenio CVC. Univalle 108 de 2017. Version 2.1. Universidad del Valle. Occurrence dataset https://doi.org/10.15472/o8vvwi accessed via GBIF.org on 2022-05-16.

Description

Los Índices de Integridad Biológica (IIB) tienen en cuenta grupos naturales con alta capacidad de uso como indicadores de calidad ambiental, los cuales permiten descifrar factores ambientales tensionantes y ayudan a entender realidades complejas, a fin de mitigar los efectos de las intervenciones humanas sobre los ecosistemas naturales. En este sentido, el objetivo principal de esta investigación fue llevar a cabo el Análisis de Integridad Biológica para conocer el estado de conservación del Distrito Regional de Manejo Integrado Atuncela, teniendo en cuenta a los anfibios, reptiles, aves, mamíferos y plantas como bioindicadores.

Sampling Description

Study Extent

El enclave seco del cañón del río Dagua está ubicado en la jurisdicción de los municipios de Dagua, La Cumbre y Restrepo en el departamento del Valle del Cauca. Particularmente, el Distrito de Manejo Integrado Enclave Subxerofítico de Atuncela posee 1.011,5 ha del ecosistema Arbustales y matorrales cálido muy seco en montaña fluvio-gravitacional (AMCMSMH), incluidas dentro del Orobioma Azonal; representando sólo el 4,2 % de la extensión total de este ecosistema a nivel departamental (23.054,5 ha), lo cual significa que el 95,8 % restante se encuentra sin una categoría de protección (CVC & FUNAGUA 2010). Para esta zona se escogieron tres coberturas contrastantes, dos de ellas corresponden a coberturas naturales y una a coberturas transformadas. La primera cobertura corresponde a los relictos de Bosque subxerofítico (BX), ubicados principalmente en la parte alta de la zona y asociado a los cañones de las quebradas que atraviesan el área. El bosque presenta arboles de talla mediana, un sotobosque abierto y una capa delgada de hojarasca con poca presencia de herbáceas y dominan especies como Anacardium excelsum (“Caracolí”) y Eugenia procera (“Arrayan”). Los parches muestreados son pequeños y se encuentran inmersos en la matriz de potreros y zonas con cultivo (caña, piña y frutales). La segunda cobertura es la zona abierta con presencia de cactáceas (ZC), la cual está compuesta por algunas zonas desnudas y/o cubiertas por pasto ralo (Figura 2. A) y otras zonas con arbustos pequeños, entre 60 cm y 2 m de altura y zonas cubiertas por cactus. En esta cobertura dominan especies como el “Guayabo de monte o Arrayán” (Eugenia procera), la “Uña de gato” (Zanthoxylum fagara) y la “Acasia o Pelá” (Vachellia farnesiana). La tercera cobertura corresponde a los cultivos de caña (CC) (Saccharum officinarum) ampliamente distribuidos en el área protegida. Dada su naturaleza de monocultivo esta cobertura presenta pocos elementos arbóreos o arbustivos al interior de los mismos, sólo se pueden observar en los bordes como cerco a especies como “Mortecino” (Cynophalla amplissima), “Guazimo” (Guazuma. ulmifolia) y “Matarratón” (Gliricidia sepium)

Sampling

ANFIBIOS Y REPTILES Fase de campo: para la colecta de la herpetofauna en cada uno de los sitios de muestreo, se utilizó el método de transectas de banda estrecha, través de trayectos previamente establecidos de 80 m de longitud por 4 m de ancho. Los muestreos se llevaron a cabo en la mañana entre las 09:00-13:00 y en las horas de la noche entre las 19:00-23:00 horas. Para cada uno de los individuos colectados se llenó una ficha de campo en el que se registró información concerniente a la hora de captura así como datos ecológicos del sitio de encuentro para cada individuo AVES La técnica de muestreo empleada para este grupo biológico fue la observación directa o captura visual y la captura pasiva. • Captura visual u observación directa: se recorrieron senderos, bosques naturales y plantaciones. Se siguió la metodología de conteo por puntos de amplitud variable, la cual consiste en caminar lentamente y detenerse registrando los individuos visuales o auditivamente en cada punto esperando 10 minutos. Se seleccionaron 5 puntos en total, cada punto se ubicó cada 200 m para cubrir una longitud de 1 km para cada hábitat. Las actividades comportamentales como alimentación, percha, uso del hábitat (arborícola, arbustivo, terrestre, etc.) y tipo de alimento que consumen (insectos, vertebrados, frutos entre otros), fueron registradas. Los censos visuales se ejecutaron en las horas de la mañana entre las 06:00 y las 10:00 horas, y en la tarde entre las 16:00 y las 18:00 horas. • Captura pasiva: Se utilizaron en total seis redes de niebla con extensión de 12 x 2.5 m, con un ojo de malla de 16 mm y se ubicaron durante cuatro días en cada hábitat, sin embargo fueron reubicadas una vez dentro del mismo hábitat después de dos días con el fin de abarcar más área de estudio. Se realizaron revisiones cada hora con algunas excepciones media hora por la brizna, brisa de la niebla y el frío. Las redes operaron entre 6- 10 h y 14- 18h MAMÍFEROS VOLADORES Se utilizaron diez redes de niebla de 12 m de longitud, las cuales operaron entre las 18:00 y 22:00 horas abarcando el primer pico de actividad de los quirópteros. Las redes eran revisadas casa hora y se ubicaron en posibles sitios de paso para los murciélagos, como en senderos, bordes y claros de bosque. De cada individuo capturado se registró especie, sexo y edad, y posteriormente los individuos fueron liberados. El listado taxonómico de especies se realizó siguiendo la propuesta de Gardner 2007, con los ajustes realizados por Ramírez-Chaves et al. 2016 para los mamíferos de Colombia MAMÍFEROS TERRESTRES En cada cobertura fueron empleadas un total de 70 trampas (60 Sherman y 10 National) ubicadas a lo largo de transectos y espaciadas aproximadamente cada 10 metros (Figura 8A y B). La cantidad de transectos por zonas fue diferente ajustándose al relieve del sitio de trabajado, y la accesibilidad del mismo. Se utilizaron dos tipos de cebo: 1) maíz trillado con sardina en salsa de tomate y 2) avena con esencia de vainilla, maduro y papaya Adicionalmente, se instaló de manera simultánea una cámara trampa en cada zona de muestreo, la cual operó durante 7 días efectivos (Figura 8.D). Cada uno de los individuos capturados fue identificado a la menor categoría posible, fotografiado y se registraron datos de: sexo, peso y medidas morfológicas (longitud total, longitud pata, longitud oreja, longitud cola, etc.); posteriormente los individuos fueron liberados. PLANTAS Se caracterizó la flora vascular de cada cobertura vegetal o ecosistema escogido en el área protegida, en términos de la composición y estructura de la vegetación de cada sitio muestreado y el potencial de regeneración. Para la medición de la estructura de la flora leñosa de cada cobertura vegetal o ecosistema de la reserva, se siguió la metodología de cinturón de Gentry (1982). En cada cobertura se realizaron transectos lineales de 50 m de largo por 2 m de ancho para un área total muestreada por transecto de 100 m2. Para ello se usó una cuerda de 50 m seccionada cada 10 m, y se proyectó 1 m a cada lado de ésta con una vara. Se registró el CAP (circunferencia a la altura del pecho) y la altura total de los rametos de los individuos leñosos (i.e. árbol, arbusto y liana) que presentaron un DAP (diámetro a la altura del pecho) ≥ 2,5 m medido a 1,3 m de altura desde el suelo, y el hábito de crecimiento. El CAP se tomó con una cinta métrica y la altura se estimó a ojo. Para la medición del potencial de regeneración de la flora leñosa de cada cobertura vegetal o ecosistema, se realizaron cuatro (4) parcelas de 1 m2 en el área adyacente a cada transecto trazado en la medición de la estructura vegetal. Cada parcela se ubicó con una distancia entre ellas de 10 m, con lo cual la primera parcela estuvo en los primeros 10 m del transecto, la segunda a los 20 m, la tercera a los 30 m y la última a los 40 m. Se registraron las plántulas y juveniles

Method steps

  1. La matriz de priorización y evaluación de la integridad biológica de los hábitats evaluados en el Distrito Regional de Manejo Integrado Atuncela, ubicado en el enclave subxerofítico del río Dagua, estima y discrimina las diferentes variables de estado identificadas como indicadoras “biológicas” en los usos de tierra que conforman la línea de base. Está conformada por una matriz de análisis multinivel, en la que se registra a través de una jerarquía secuencial de mayor a menor, las variables de estado más significativas “niveles”; y que además condicionan el tipo, la riqueza, la distribución, la vulnerabilidad, las exigencias ecológicas y la abundancia de los indicadores determinados en los sistemas de estudio Esta matriz posee una sección de “entrada” que está constituida por los datos obtenidos en campo y analizados de cada uno de los grupos seleccionados como indicadores biológicos, según el protocolo de monitoreo propuesto. De igual forma posee una sección de salida, conformada por la valoración numérica de los indicadores evaluados para cada uno de los hábitats o sistemas analizados. Los niveles de análisis y valoración de los indicadores biológicos evaluados en las diferentes unidades de paisaje, han sido escogidos y jerarquizados en una matriz de importancia teniendo en cuenta información primaria y secundaria.
    Los datos ingresados en la matriz son producto de analizar la información generada en campo por cada grupo bioindicador evaluado y sobre cada una de las variables de estado que contempla. Desde el inicio y a medida que se avanza sobre esta, cada uno de los niveles o variables de estado confronta la información obtenida con las distintas categorías que para cada grupo bioindicador se ha asumido como discriminantes y puntúa un valor de referencia para dicho carácter sobre el nivel especifico.

Taxonomic Coverages

Se trabajaron los grupos biológicos Anfibios, reptiles, aves, mamíferos voladores y terrestres y plantas
  1. Aeschynomene elegans Schltdl. & Cham.
  2. Amazilia saucerottei (DeLattre & Bourcier, 1846)
  3. Amazilia tzacatl (de la Llave, 1833)
  4. Ameiva ameiva (Linnaeus, 1758)
  5. Anacardium excelsum (Bertero & Balb. ex Kunth) Skeels
  6. Andinobates bombetes (Myers and Daly, 1980)
  7. Anemopaegma chrysanthum Dugand
  8. Annona muricata L.
  9. Anolis auratus Daudin, 1802
  10. Anthracothorax nigricollis (Vieillot, 1817)
  11. Anthurium caucavallense Croat
  12. Artibeus aequatorialis Andersen, 1906
  13. Artibeus jamaicensis Leach, 1821
  14. Artibeus lituratus (Olfers, 1818)
  15. Bidens pilosa L.
  16. Blechnum
  17. Boerhavia coccinea Mill.
  18. Brachiaria
  19. Bromelia pinguin L.
  20. Brosimum alicastrum Sw.
  21. Bubulcus ibis (Linnaeus, 1758)
  22. Buteo albonotatus Kaup, 1847
  23. Butorides striata (Linnaeus, 1758)
  24. Camptostoma obsoletum (Temminck, 1824)
  25. Campyloneurum sphenodes (Kunze ex Klotzsch) Fée
  26. Capsicum annuum L.
  27. Capsicum rhomboideum (Dunal) Kuntze
  28. Carollia brevicauda (Schinz, 1821)
  29. Carollia castanea H. Allen, 1890
  30. Carollia perspicillata (Linnaeus, 1758)
  31. Cascabela thevetia (L.) Lippold
  32. Cathartes aura (Linnaeus, 1758)
  33. Catharus ustulatus (Nuttall, 1840)
  34. Centrosema pubescens Benth.
  35. Cerdocyon thous (Linnaeus, 1766)
  36. Cheilanthes microphylla (Sw. ) Sw.
  37. Chiococca alba (L.) Hitchc.
  38. Chiroderma salvini Dobson, 1878
  39. Chlorostilbon melanorhynchus Gould, 1860
  40. Chrysolampis mosquitus (Linnaeus, 1758)
  41. Clarisia biflora Ruiz & Pav.
  42. Coccycua pumila Strickland, 1852
  43. Coccyzus erythropthalmus (Wilson, 1811)
  44. Coccyzus melacoryphus Vieillot, 1817
  45. Coffea arabica L.
  46. Colinus cristatus (Linnaeus, 1766)
  47. Columbina passerina (Linnaeus, 1758)
  48. Columbina talpacoti (Temminck, 1809)
  49. Commelina diffusa Burm. f.
  50. Commelina erecta L.
  51. Coragyps atratus (Bechstein, 1783)
  52. Cranioleuca erythrops (Sclater, 1860)
  53. Craugastor raniformis (Boulenger, 1896)
  54. Cricetidae
  55. Croton ferrugineus Kunth
  56. Crotophaga ani Linnaeus, 1758
  57. Cuniculus paca (Linnaeus, 1766)
  58. Cyanoloxia brissonii (Lichtenstein, 1823)
  59. Cynophalla amplissima (Lam.) Iltis & Cornejo
  60. Dermanira phaeotis Miller, 1902
  61. Dermanura rosenbergi Thomas, 1897
  62. Desmodium incanum (Sw.) DC.
  63. Didelphis marsupialis Linnaeus, 1758
  64. Drymaria cordata (L.) Willd. ex Schult.
  65. Dryocopus lineatus (Linnaeus, 1766)
  66. Dysithamnus mentalis (Temminck, 1823)
  67. Elaenia flavogaster (Thunberg, 1822)
  68. Elaenia frantzii Lawrence, 1865
  69. Elanus leucurus (Vieillot, 1818)
  70. Eleutheranthera tenella (Kunth) H. Rob.
  71. Erythrolamprus bizona Jan, 1863
  72. Eugenia procera (Sw.) Poir.
  73. Euphonia laniirostris D'Orbigny & Lafresnaye, 1837
  74. Euphonia saturata (Cabanis, 1861)
  75. Euphorbia cotinifolia L.
  76. Euphorbia cyathophora Murray
  77. Euphorbia hyssopifolia L.
  78. Evolvulus tenuis Mart. ex Choisy
  79. Ficus coerulescens (Rusby) Rossberg
  80. Ficus crocata (Miq.) Miq.
  81. Forpus conspicillatus (Lafresnaye, 1848)
  82. Galium hypocarpium (L.) Endl. ex Griseb.
  83. Geothlypis philadelphia (Wilson, 1810)
  84. Geranoaetus albicaudatus (Vieillot, 1816)
  85. Glossophaga soricina (Pallas, 1766)
  86. Gonatodes albogularis (Duméril & Bibron, 1836)
  87. Guapira costaricana (Standl.) Woodson
  88. Guazuma ulmifolia Lam.
  89. Handleyomys alfaroi (J.A. Allen, 1891)
  90. Handleyomys cf. alfaroi (J.A. Allen, 1891)
  91. Hemidactylus frenatus Duméril & Bibron, 1836
  92. Herpetotheres cachinnans (Linnaeus, 1758)
  93. Hylocharis grayi (DeLattre & Bourcier, 1846)
  94. Hyparrhenia rufa (Nees) Stapf
  95. Icterus chrysater (Lesson, 1844)
  96. Icterus nigrogularis (Hahn, 1819)
  97. Iguana iguana (Linnaeus, 1758)
  98. Indigofera trita L. f.
  99. Laetia americana L.
  100. Lantana camara L.
  101. Lantana fucata Lindl.
  102. Lantana trifolia L.
  103. Lepidoblepharis duolepis Ayala & Castro, 1983
  104. Lepidocolaptes souleyetii (Des Murs, 1849)
  105. Leptodactylus fragilis (Brocchi, 1877)
  106. Leptotila plumbeiceps Sclater & Salvin, 1868
  107. Leptotila verreauxi Bonaparte, 1861
  108. Lycoseris mexicana (L. f.) Cass.
  109. Mabuya
  110. Machetornis rixosa (Vieillot, 1819)
  111. Marmosops caucae Thomas, 1900
  112. Megaceryle torquata (Linnaeus, 1766)
  113. Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K. Simon & S.W.L. Jacobs
  114. Melanerpes rubricapillus (Cabanis, 1862)
  115. Melicoccus bijugatus Jacq.
  116. Melocactus curvispinus Pfeiff.
  117. Melochia pyramidata L.
  118. Merremia dissecta (Jacq.) Hallier f.
  119. Mesophylla macconnelli Thomas, 1901
  120. Micronycteris megalotis (Gray, 1842)
  121. Milvago chimachima (Vieillot, 1816)
  122. Mimosa pudica L.
  123. Mimus gilvus (Vieillot, 1808)
  124. Mionectes oleagineus (Lichtenstein, 1823)
  125. Molothrus bonariensis (Gmelin, 1789)
  126. Momotus aequatorialis Gould, 1858
  127. Murraya paniculata (L.) Jack
  128. Mus musculus Linnaeus, 1758
  129. Mustela frenata Lichtenstein, 1831
  130. Myiarchus apicalis Sclater & Salvin, 1881
  131. Myiarchus crinitus (Linnaeus, 1758)
  132. Myiobius atricaudus Lawrence, 1863
  133. Myiophobus fasciatus (Müller, 1776)
  134. Myiothlypis coronata (von Tschudi, 1844)
  135. Myiothlypis fulvicauda (Spix, 1825)
  136. Myiozetetes cayanensis (Linnaeus, 1766)
  137. Nannopterum brasilianus (Gmelin, 1789)
  138. Nombre científico
  139. Nyctidromus albicollis (Gmelin, 1789)
  140. Ocimum campechianum Mill.
  141. Oeceoclades maculata (Lindl.) Lindl.
  142. Opuntia pittieri Britton & Rose
  143. Oreothlypis peregrina (Wilson, A, 1811)
  144. Ortalis columbiana Hellmayr, 1906
  145. Orthosia guilleminiana (Decne.) Liede & Meve
  146. Pachyramphus rufus (Boddaert, 1783)
  147. Patagioenas cayennensis (Bonnaterre, 1792)
  148. Paullinia fraxinifolia Triana & Planch.
  149. Peperomia
  150. Petiveria alliacea L.
  151. Phaeomyias murina (von Spix, 1825)
  152. Pheugopedius mystacalis (Sclater, 1860)
  153. Phyllostomus discolor Wagner, 1843
  154. Piaya cayana (Linnaeus, 1766)
  155. Picumnus granadensis Lafresnaye, 1847
  156. Pilea microphylla (L.) Liebm.
  157. Pilosocereus lanuginosus (L.) Byles & G.D. Rowley
  158. Pionus menstruus (Linnaeus, 1766)
  159. Piper aduncum L.
  160. Piper amalago L.
  161. Piper auritum Kunth
  162. Piper crassinervium Kunth
  163. Piranga rubra (Linnaeus, 1758)
  164. Pitangus sulphuratus (Linnaeus, 1766)
  165. Pithecellobium dulce (Roxb.) Benth.
  166. Platyrrhinus vittatus (Peters, 1860)
  167. Poaceae
  168. Poecilotriccus sylvia (Desmarest, 1806)
  169. Porophyllum ruderale (Jacq.) Cass.
  170. Portulaca oleracea L.
  171. Psittacara wagleri (Gray, GR, 1845)
  172. Pygochelidon cyanoleuca (Vieillot, 1817)
  173. Pyrocephalus rubinus (Boddaert, 1783)
  174. Ramphocelus dimidiatus Lafresnaye, 1837
  175. Ramphocelus flammigerus (Jardine & Selby, 1833)
  176. Rattus rattus (Linnaeus, 1758)
  177. Rhaebo haematiticus Cope, 1862
  178. Rhinella horribilis (Wiegmann, 1833)
  179. Rhynchocyclus brevirostris (Cabanis, 1847)
  180. Rivina humilis L.
  181. Ruellia tuberosa L.
  182. Rupornis magnirostris (Gmelin, 1788)
  183. Saltator atripennis Sclater, 1856
  184. Saltator striatipectus Lafresnaye, 1847
  185. Sapindus saponaria L.
  186. Sayornis nigricans (Swainson, 1827)
  187. Senna spectabilis (DC.) H.S. Irwin & Barneby
  188. Serjania rhombea Radlk.
  189. Setophaga fusca (Statius Muller, 1776)
  190. Setophaga petechia (Linnaeus, 1766)
  191. Sibon nebulatus (Linnaeus, 1758)
  192. Sicalis flaveola (Linnaeus, 1766)
  193. Sicalis luteola (Sparrman, 1789)
  194. Sida rhombifolia L.
  195. Sida spinosa L.
  196. Simsia fruticulosa (Spreng.) S.F. Blake
  197. Smilax spinosa Mill.
  198. Sorocea trophoides W.C. Burger
  199. Spinus psaltria (Say, 1823)
  200. Sporophila funerea Sclater, 1859
  201. Sporophila minuta (Linnaeus, 1758)
  202. Sporophila nigricollis (Vieillot, 1823)
  203. Sporophila schistacea Lawrence, 1862
  204. Stelgidopteryx ruficollis (Vieillot, 1817)
  205. Stenocereus humilis (Britton & Rose) D.R. Hunt
  206. Sturnira
  207. Tachyphonus rufus (Boddaert, 1783)
  208. Talinum paniculatum (Jacq.) Gaertn.
  209. Tangara episcopus (Linnaeus, 1766)
  210. Tangara palmarum (Wied, 1821)
  211. Tangara vitriolina (Cabanis, 1850)
  212. Tapera naevia (Linnaeus, 1766)
  213. Taraba major (Vieillot, 1816)
  214. Tephrosia cinerea (L.) Pers.
  215. Thamnophilus atrinucha Salvin & Godman, 1892
  216. Thamnophilus multistriatus Lafresnaye, 1844
  217. Thraupis palmarum (Wied, 1821)
  218. Tiaris olivaceus (Linnaeus, 1766)
  219. Tillandsia elongata Kunth
  220. Todirostrum cinereum (Linnaeus, 1766)
  221. Trichilia hirta L.
  222. Trichilia pallida Sw.
  223. Troglodytes aedon Vieillot, 1809
  224. Turdus ignobilis Sclater, PL, 1858
  225. Turnera subulata Sm.
  226. Tyrannus melancholicus Vieillot, 1819
  227. Vachellia farnesiana (L.) Wight & Arn.
  228. Vachellia pennatula (Schltdl. & Cham.) Seigler & Ebinger
  229. Vanellus chilensis (Molina, 1782)
  230. Varronia polycephala Lam.
  231. Vireo olivaceus (Linnaeus, 1766)
  232. Volatinia jacarina (Linnaeus, 1766)
  233. Waltheria albicans Turcz.
  234. Waltheria indica L.
  235. Zanthoxylum fagara (L.) Sarg.
  236. Zanthoxylum gentryi Reynel
  237. Zanthoxylum schreberi (J.F. Gmel.) Reynel
  238. Zenaida auriculata (Des Murs, 1847)
  239. Zornia reticulata Sm.
  240. Zygodontomys

Geographic Coverages

Colombia; Dept Valle del Cauca; Mun. Dagua; Corregi. Atuncela; Distrito Regional de Manejo Integrado Atuncela

Bibliographic Citations

Contacts

Wilmar Bolívar- García
originator
position: Investigador principal
Universidad del Valle
Calle 13 # 100-00
Cali
Valle del Cauca
CO
email: wilmar.bolivar@correounivalle.edu.co
Eliana Barona Cortés
originator
position: Coordinación técnica
Universidad del Valle
Calle 13 #100-00
Cali
Valle del Cauca
CO
email: eliana.barona@correounivalle.edu.co
Wilmar Bolívar
metadata author
position: Investigador principal
Universidad del Valle
Calle 13 # 100-00
Cali
Valle del Cauca
CO
email: wilmar.bolivar@correounivalle.edu.co
Eliana Barona Cortés
metadata author
position: Coordinación técnica
Universidad del Valle
Calle 13 #100-00
Cali
Valle del Cauca
CO
email: eliana.barona@correounivalle.edu.co
Wilmar Bolívar
principal investigator
email: wilmar.bolivar@correounivalle.edu.co
Rosa Alexandra Duque Londoño
administrative point of contact
position: Interventoría
Corporación Autónoma Regional del Valle del Cauca
Cra. 56 #11 - 36
Cali
Valle del Cauca
CO
email: rosa-alexandra.duque@cvc.gov.co
Wilmar Bolívar- García
administrative point of contact
position: Investigador principal
Universidad del Valle
Calle 13 # 100-00
Cali
Valle del Cauca
CO
email: wilmar.bolivar@correounivalle.edu.co
Alan Giraldo López
administrative point of contact
position: Cordinador general
Universidad del Valle
Calle 13 #100-00
Cali
Valle del Cauca
CO
email: alan.giraldo@correounivalle.edu.co
What is GBIF? API FAQ Newsletter Privacy Terms and agreements Citation Code of Conduct Acknowledgements
Contact GBIF Secretariat Universitetsparken 15 DK-2100 Copenhagen Ø Denmark