Muestreo hidrobiológico asociado al Estudio de Impacto Ambiental (EIA) para la obtención de la licencia ambiental global para el área de desarrollo LLANOS 134

Study Extent

El proyecto se encuentra ubicado en el municipiode Puerto López.

Sampling

Se realizaron estudios para los ecosistemas acuáticos: Los procedimientos de muestreo de aguas como los de laboratorio se realizan teniendo en cuenta la metodología propuesta en los textos de la APHA‐AWWAWPCF; APHA (American Public Health Association), AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods Edición 23rd Edition, 2017 (SM 1060 ‐ A).

Method steps

1. Etapa de Campo: Inicialmente el grupo de profesionales de MCS Consultoría y Monitoreo Ambiental S.A.S. (empresa que cuenta con la certificación ISO 9001:2015 y se encuentra acreditada ante el IDEAM bajo NTCISO/IEC 17025:2005, según Resolución Nº 0775 del 14 de septiembre del 2020, programó la salida de campo y la logística requerida para ello, según la solicitud de PAREX RESOURCES; verificando los equipos y materiales para posteriormente dar inicio a la jornada de muestreo. Los profesionales de MCS Consultoría y Monitoreo Ambiental S.A.S que participaron en todas las fases de este monitoreo cumplieron con todos los estándares de seguridad e higiene ocupacional y ambiental. Los procedimientos de muestreo en campo se realizaron teniendo en cuenta los instructivos IPMO01‐08 (muestreo de agua), I‐PMO01‐06 (muestreo de plancton (fitoplancton y zooplancton) continental), I‐PMO01‐01 (muestreo de macroinvertebrados bentónicos y asociados a macrófitas), I‐PMO01‐02 (muestreo de ictiofauna (peces), I‐PMO01‐03 (muestreo de macrófitas) y I‐PMO01‐04 (muestreo de perifíton). Basados en la metodología propuesta por los textos de la APHA‐AWWAWPCF; APHA (American Public Health Association), AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods 23rd Edition, 2017 (SM 1060 ‐ A). Durante esta fase se efectúan todas las actividades involucradas en la salida de campo. Después de identificar el punto de monitoreo, se desarrolló la toma de muestras dependiendo de la comunidad específica a monitorear. Una vez tomadas, éstas fueron rotuladas y registradas correctamente en formatos de campo incluyendo fecha y hora de muestreo, responsable de la toma, origen y estado de estas, tipo de comunidad, tipo de fijación y otras observaciones pertinentes. Las muestras fueron enviadas y analizadas en el laboratorio de MCS Consultoría y Monitoreo Ambiental S.A.S. A continuación, se describen las metodologías para el muestreo de las diferentes comunidades hidrobiológicas objeto de estudio.
2. Toma de muestras: Durante esta fase se efectúan todas las actividades involucradas en la salida de campo. Después de identificar el punto de monitoreo, se desarrolló la toma de muestras dependiendo de la comunidad específica a monitorear. Una vez tomadas, éstas fueron rotuladas y registradas correctamente en formatos de campo incluyendo fecha y hora de muestreo, responsable de la toma, origen y estado de las mismas, tipo de comunidad, tipo de fijación y otras observaciones pertinentes. Las muestras fueron enviadas y analizadas en el laboratorio de MCS Consultoría y Monitoreo Ambiental S.A.S. A continuación, se describen las metodologías para el muestreo de las diferentes comunidades hidrobiológicas objeto de estudio.
3. Perifíton: La colecta de las muestras se efectuó raspando los sustratos naturales presentes en las estaciones monitoreadas (troncos, piedras y hojas), en un área conocida (cuadrante de perifíton de 7,82 cm2) con un cepillo en 10 ocasiones. Posteriormente, el material acumulado se disolvió en un frasco de vidrio ámbar que contenía solución Transeau (conformada por agua destilada, alcohol al 90% y formol al 40%, mezclados en proporción 6:3:1) y se le agregaron unas gotas de Lugol para facilitar su identificación en el laboratorio. Las muestras fueron marcadas, registradas en las planillas de campo y almacenadas en una nevera de icopor para su posterior traslado al laboratorio. Comunidad Bentónica: Las muestras fueron colectadas con una red Surber de diámetro de ojo de malla de 300 µm. La red fue depositada en 10 ocasiones sobre el sustrato con la abertura en dirección contraria a la corriente, para así barrer el fondo desplazando los sedimentos dentro del cono, este procedimiento se realizó 10 veces. El material colectado fue depositado en bolsas de seguridad, fijado con la solución Transeau y teñido con el colorante Rosa de Bengala. Una vez colectadas las muestras, se rotularon y almacenaron en una nevera de icopor, una vez se realizó su respectivo registro, cumpliendo con los requisitos expuestos en las planillas de campo. Fitoplancton: Las muestras fueron tomadas con la ayuda de una red de plancton, con diámetro de ojo de malla de 23 µm, que permite la colecta de organismos mayores a este diámetro, además de la concentración de la muestra. Se utilizó un recipiente de volumen de agua conocido (balde de 10 L) para efectuar la filtración de la muestra por la red (100L). Esta consta de un cono o colector ubicado en la parte inferior, en el cual se concentran los organismos colectados. Posterior a la filtración, se prosiguió con el almacenamiento de las muestras en frascos ámbar, las cuales fueron fijadas utilizando solución Transeau en proporción 1:1 por volumen de muestra; adicionalmente se agregaron unas gotas de Lugol para facilitar la identificación en el laboratorio. Por último, se procedió con la marcación y almacenamiento en las neveras de icopor. Zooplancton: La colecta de las muestras se efectuó de forma similar al fitoplancton, con la ayuda de una red de plancton de mayor micraje (55 µm), ya que el tamaño de estos organismos es superior al del fitoplancton, filtrando un total de 100L. Una vez tomadas las muestras se procedió a depositarlas en los frascos debidamente etiquetados. Posteriormente, se agregó un agente narcótico (soda), adicionando a la muestra trazas de bórax que evita o reduce la contracción o distorsión de los organismos. Una vez narcotizados y luego de 30 minutos, se añadió la solución conservante o fijadora (Etanol 70%) para su posterior traslado al laboratorio. Ictiofauna: La toma de muestra de la comunidad íctica se realizó empleando una nasa de pesca y una línea de anzuelos en cada cuerpo de agua realizando un esfuerzo de muestreo de 60 minutos por cada método de captura. Los datos de los organismos capturados fueron registrados en los formatos de campo. Las especies obtenidas, fueron fotografiadas en vista lateral, superior e inferior. Adicionalmente se tomarán fotografías detalladas de las aletas pélvicas, pectorales, anal, dorsal y caudal, así como de la cabeza en vista lateral, superior, inferior y frontal. Posteriormente, dichas especies serán liberadas nuevamente al medio. Para especies pequeñas de difícil identificación, además del registro fotográfico, posteriormente se colectarán los especímenes en frascos de vidrio transparentes preservados con formol al 10%. Los datos de los organismos capturados fueron registrados en los formatos de campo. Macrófitas acuáticas: Para la caracterización de esta comunidad se realizó un transecto de 10 m paralelo a la orilla del sistema, dividiendo éste entre el área terrestre y el área acuática (zona litoral), dependiendo la longitud de los parches de macrófitas (Esteves, 1998), en cada cuerpo de agua. Por medio de un cuadrante de dimensiones conocidas (1m x 1m), se estimarán las coberturas (en porcentaje) de las diferentes plantas que quedaban ubicadas dentro del cuadrante, realizando tres réplicas en la interfase agua – tierra y tres réplicas en la fase acuática. En la cadena de custodia y el formato de campo respectivo se registrará la información de cada morfoespecie como características de la planta y nombre común, relacionando, el tipo de crecimiento, hábitos y algunas características taxonómicas relevantes de los especímenes, para finalmente estimar el porcentaje de cobertura. Luego de obtener las coberturas, se tomará un ejemplar de cada una de las morfoespecies existentes en cada estación, para lo cual se extraerán ejemplares que presenten sus estructuras reproductivas (flores y frutos), raíces y hojas completas. El material colectado se limpiará previamente con abundante agua, con el fin de eliminar los excesos de materia orgánica o sedimento adherido a las raíces u hojas y se prensará en papel periódico. Cada espécimen envuelto en periódico se humedecerá con alcohol al 70% (por medio de un atomizador) para su preservación y transporte al laboratorio. Se tomará el registro fotográfico de todas las especies registradas en campo, al igual que a cada uno de los cuadrantes estimados durante el monitoreo.
4. Estructura y Composición A partir de los resultados obtenidos en laboratorio para cada una de las comunidades hidrobiológicas muestreadas, se describe la composición de cada comunidad hasta el menor nivel taxonómico posible, es decir, el consolidado de las especies registradas para la comunidad y la abundancia o número de individuos por sitio de muestreo. Con este objetivo, los datos obtenidos fueron recopilados en tablas primarias considerando como unidades de densidad: individuos/cm2 para perifíton, individuos/mL en el caso de las comunidades planctónicas, individuos/m2 para macroinvertebrados acuáticos, porcentaje de cobertura para las macrófitas acuáticas y número de individuos para la ictiofauna.

Este conjunto de datos contiene 13.137 registros, distribuidos en los reinos Chromista (1.333), Plantae (1.008), Animalia (473), Protozoa (459) y Bacteria (53), con un 86% clasificado a nivel de género, 7% a familia, 3% especie y 4% a categorias superiores.

1. Chromista
   rank: kingdom
2. Plantae
   rank: kingdom
3. Animalia
   rank: kingdom
4. Protozoa
   rank: kingdom
5. Bacteria
   rank: kingdom

El proyecto se encuentra ubicado en el municipiode Puerto López, departamento del Meta en el área de desarrollo LLANOS 134, el área a licenciar es de 59.868 hectáreas.