Registros de peces y cetaceos en el marco del proyecto Ocurrencia, distribución, estado genético y de contaminantes de los cetáceos de La Guajira

Study Extent

La Guajira se ubica en el norte de Colombia, siendo el departamento con más costa sobre el mar, con una extensión de 20.848 km2 (Corpoguajira e Invemar, 2012). La Sierra Nevada de Santa Marta aísla el territorio guajiro del resto del país, originando una vertiente propia (el golfo de Venezuela) y determina la sectorización natural y cultural de la península en tres subregiones (Alta, Media y Baja Guajira) (Corpoguajira e Invemar, 2012). El clima en el departamento de La Guajira es cálido y seco a nivel del mar, con temperatura promedio anual de 29 °C, y con máximas de 39 °C en la zona desértica de Uribia. La brisa marina y los vientos alisios del noreste, presentes durante la mayor parte del año e influyen en el régimen climático en esta zona del país, con periodos lluviosos cuando disminuyen su intensidad (junio-noviembre) y periodos secos cuando ésta se incrementa (diciembre-mayo) (Corpoguajira e Invemar, 2012). La Guajira tiene una gran diversidad de ecosistemas marinos estables debido a la surgencia que ocurre durante todo el año, la cual provee nutrientes a todo tipo de fauna (Andrade y Barton, 2005), por lo cual la presencia de cetáceos en el área no es extraña (Barragán-Barrera et al., 2019b). Incluso recientemente se realizó un nuevo registro de una especie de delfín para Colombia, el delfín común (Delphinus sp.), ampliando su rango de distribución en 1.000 km hasta la parte baja de la Guajira (Farías-Curtidor et al., 2017).

Sampling

Se obtuvieron muestras (biopsias) de piel de cetáceos a partir de un sistema de muestreo para obtención de biopsias remotas (que no implica el contacto directo con el individuo), que utiliza dardos disparados desde un rifle veterinario de captura modificado (Krützen et al., 2002), el cual penetra en la epidermis dejando una pequeña herida en el animal (Tezanos-Pinto y Baker, 2011). Este proceso se realiza desde un bote con motor fuera de borda a una velocidad lenta y cuando el animal se desplace en forma lenta y predecible. Las muestras colectadas se utilizaron en su totalidad (el 100% de la muestra) para realizar los análisis genéticos y de contaminantes.

Method steps

1. Taller con la comunidad: Previo al desarrollo de la investigación, se realizó un taller informativo a las comunidades de Mingueo, La Punta y Dibulla, con el fin de que los niños y pescadores conozcan y hagan parte del estudio y entiendan las técnicas de muestreo. Adicionalmente, se realizó un taller de educación ambiental enfocado en el tratamiento y manejo de basuras. El taller consistió en dictar una serie de charlas de tipo interactivo, en un lenguaje claro e interesante, y mostrar vídeos e imágenes de sensibilización sobre las basuras.
2. Muestreo: Se obtuvieron muestras (biopsias) de piel de cetáceos a partir de un sistema de muestreo para obtención de biopsias remotas (que no implica el contacto directo con el individuo), que utiliza dardos disparados desde un rifle veterinario de captura modificado (Krützen et al., 2002), el cual penetra en la epidermis dejando una pequeña herida en el animal (Tezanos-Pinto y Baker, 2011). El sistema utiliza una versión modificada de rifle calibre 0.22 con un cañón desmontable y una válvula para ajustar la presión en la cámara. Los dardos están compuestos de policarbonato y tienen una punta de acero quirúrgico de 5 mm de diámetro por 9 mm de largo (Tezanos-Pinto y Baker 2011) que está biselado hacia el interior (Krützen et al. 2002). El sistema permite disparar dardos que penetran en la superficie epidérmica de los cetáceos sin infringir daños en el tejido, y de manera simultánea rebota desde superficie corporal del animal hacia el exterior (Krützen et al. 2002). Los efectos en los animales se pueden clasificar de 0 a 5 (siendo 0 “sin efecto” y 5 “respuesta estresante”) y pueden variar según la zona y el ángulo de toma de muestra (Krützen et al. 2002, Tezanos-Pinto y Baker 2011). El efecto de la toma de biopsia en los individuos es mínimo, y los animales muestran respuestas de tipo “tranquilo” (nivel 1) en general (99% en observaciones realizadas en 225 delfines nariz de botella en Nueva Zelanda) (Krützen et al. 2002, Parsons et al. 2003, Tezanos-Pinto y Baker 2011). Previo a la toma de la muestra, se tomaron fotografías de la aleta dorsal de cada individuo con el fin de usar marcas naturales para identificar al animal (Würsig y Jefferson 1990, May-Collado et al. 2007). Cuando el animal identificado está en superficie, se dardeó el costado dorsal del individuo aproximadamente a 10 cm de la base de la aleta dorsal (Krützen et al., 2002). Debido al sistema de polietileno de la base del dardo, éste rebotaba en el cuerpo del animal hacia la superficie del agua. Inmediatamente después de haber obtenido las biopsias, el dardo era recuperado usando una red de pesca y se reportaron observaciones del comportamiento del animal (Krützen et al., 2002). Las muestras fueron preservadas en alcohol al 70% y serán almacenadas a -20ºC (Amos y Hoelzel 1991) para su posterior análisis en laboratorio. Para realizar estos análisis, se utilizó el 100% de la muestra. Adicionalmente, se colectaron muestras de músculo de peces con el apoyo de pescadores locales, en diferentes localidades de La Guajira, las cuales fueron preservadas en alcohol al 70% y refrigeradas a -20ºC para analizarlas en el laboratorio.
3. Extracción de ADN y Amplificación: El ADN fue extraído de la totalidad de las muestras de piel usando el kit de extracción QIAGEN. La región control siguiendo el protocolo descrito en Caballero et al. (2007). Región control: Las secuencias obtenidas de la región control fueron arregladas por medio del software de Geneious (Drummond et al. 2009). Se hizo la caracterización de haplotipos por medio del software MacClade 4.0.8 (Maddison y Maddison 2008). Se construyó una red haplotípica utilizando el software Network 4.5.1.6 (Bandelt et al. 1999). Los análisis de diversidad se determinaron utilizando el software Arlequín (Schneider et al. 2000). Niveles de mercurio: Las concentraciones de mercurio fueron medidas usando en espectrómetro de absorción atómica con muestra sólida AMA-254 (Avanced Mercury Analyser de Altec) que no requiere tratamiento con químicos de la muestra. El análisis consiste en una primera fase de secado a 105°C antes de una etapa de combustión a 750°C que permite la liberación de Hg de las muestras. El vapor de mercurio producido se trasporta con un flujo de oxígeno a un amalgamador de oro y éste es atrapado en la superficie. El mercurio recolectado se libera del amalgamador al ser calentado por un corto periodo de tiempo a 800°C y llevado por un pulso al espectrofotómetro en donde se detectó por absorción atómica. Para ésto, la base de secado será de 10 s, seguida por 150 s para el tiempo de descomposición y de 45 s para el tiempo de espera (Aubail et al., 2013). Finalmente los resultados de las mediciones se presentarán como peso seco (µg g-1 dw) y el límite de detección será de 0.00001 µg.
4. Análisis de datos: Se realizará un test de normalidad Shapiro-Wilk y la prueba de Bartlett de la homogeneidad de las varianzas para probar las hipótesis de las pruebas paramétricas en los datos. Si los datos no están distribuidos normalmente, se transformarán (e.g. con log) y se utilizará para su posterior análisis. Se realizarán pruebas de comparación múltiple ANOVA y Tukey para evaluar las diferencias significativas en las concentraciones de mercurio entre las zonas (Colombia y Antártida) y entre estructura etaria (madre y cría). Todos los datos se presentarán como media y ± desviación estándar (DE). Los resultados se considerarán significativos con valores de p <0,05.

Este recurso contiene la información de 98 registros de peces marinos (79) y cetaceos(19). Estan distribuidos en 3 ordenes, 9 familias y 11 géneros. Un 71% esta clasificado a nivel de especie, 18% a género y 10% a familia.

1. Carangidae
   rank: family
2. Delphinidae
   rank: family
3. Lutjanidae
   rank: family
4. Gerreidae
   rank: family
5. Haemulidae
   rank: family
6. Trichiuridae
   rank: family
7. Haemulon
   rank: family
8. Rhomboplites
   rank: family
9. Balistidae
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Las muestras se recolectaron en el mar Caribe adyacente a 4 municipios (Dibulla, Manaure, Riohacha y Uribia) de La Guajira.