Caracterización de los grupos hidrobiológicos asociados al Estudio de Impacto Ambiental (EIA) de la Plataforma Flamencos en Puerto Wilches-Santander

Study Extent

Los monitoreos tuvieron lugar en puntos de agua superficial: caño Covado y Asopepa, ciénaga de la Colorada y el río Magdalena, que se ubican dentro de el "Área de Desarrollo Flamencos" localizada en el municipio de Puerto Wilches en el Departamento de Santander, en jurisdicción de la Corporación Autónoma Regional de Santander (CAS).

Sampling

Se realizó una caracterización del medio biótico en el área de influencia del proyecto, conforme a lo establecido en los términos de referencia para la elaboración del Estudio de Impacto Ambiental para Proyectos de Explotación de Hidrocarburos de referencia HI-TER 103 y la metodología general para la elaboración y presentación de Estudios Ambientales (ANLA, 2018), enfocado en un diagnóstico de cada uno de los componentes de los ecosistemas acuáticos. La toma de muestras de las comunidades hidrobiológicas se realizó conforme a lo estipulado por el laboratorio S.G.I. S.A.S., en el procedimiento interno para el muestreo y análisis de cada comunidad, y según el plan de muestreo PM-22-0166-V1, los cuales se fundamentan en las siguientes referencias metodológicas: - Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federation. 23 ed. 2017. Sección 10300 B. - GTC 25: 1995. Gestión ambiental. Calidad de agua. Muestreo. Técnicas generales de muestreo para estudios biológicos. Colombia. - Rapid bioassessment protocols for use in streams and wadeable rivers: periphyton, benthic macroinvertebrates and fish. 1999. EPA -841-B-99-002.

Method steps

1. FITOPLANCTON Y ZOOPLANCTON: Para la colecta de organismos planctónicos se filtró agua de los sistemas acuáticos estudiados mediante redes cónicas, las cuales cuentan con un recipiente en uno de sus extremos donde se concentra la muestra. El diámetro del poro de la malla es variable y es diferente según la comunidad que se estudia, para las muestras de fitoplancton se utilizaron mallas con un poro de 23μm, debido a que la mayoría de las morfoespecies de microalgas presentan tamaños pequeños, especialmente algunas morfoespecies de Bacillariophytas (diatomeas). Mientras que para las muestras de la comunidad zooplanctónica se utilizó una malla con un tamaño de poro de 55μm, con lo que consigue colectarse la mayor parte de rotíferos, cladóceros y copépodos. El agua filtrada en las mallas fue tomada directamente del cuerpo de agua mediante un recipiente aforado con lo cual se pudo determinar exactamente el volumen filtrado. Las muestras concentradas fueron vertidas en recipientes plásticos de boca ancha de 150ml. Posteriormente, se procedió a fijar la muestra con solución Kew (Previo a la preservación de la muestra de zooplancton y con el fin de evitar la contracción de los organismos facilitando su identificación en el laboratorio, se agregan dos o tres gotas de Cloruro de Magnesio). Las muestras colectadas se rotularon y almacenaron para su transporte al laboratorio.
2. PERIFITON: Para la toma de muestras de esta comunidad se realizó en primer lugar una inspección de la zona, con el objetivo de identificar los posibles sustratos de colonización de microalgas. Para lo anterior se tuvieron en cuenta varias especificaciones, entre las que se encuentran: (1) El sustrato debe aparentar haber estado sumergido varios días (preferiblemente semanas) en el agua, (2) Tomar solo aquellos sustratos que indiquen presencia de biopelículas, (3)Tomar la muestra de varios sustratos predominantes del cuerpo de agua (rocas, troncos y hojas), en un transecto de 100m de longitud. Una vez definidos el o los sustratos a muestrear, se rasparon seis (6) áreas de 9cm2, utilizando como referencia un cuadrante o marco de plástico. Para tal fin, se utilizó un pequeño cepillo con cerdas cortas, por su efectividad en los sustratos porosos. El raspado se depositó en recipientes plásticos de 70ml. Posteriormente, se procedió a fijar la muestra con solución Transeau, la cual está compuesta por seis partes de agua destilada, tres de etanol al 96% y una de formol al 4%, agregando aproximadamente 20ml a la muestra. Las muestras colectadas se rotularon y almacenaron para su transporte al laboratorio. Empleando un microscopio invertido se llevó a cabo la identificación taxonómica y conteo de las algas perifíticas. Para la identificación de los grupos taxonómicos presentes, se utilizaron las claves taxonómicas de (Bicudo & Menezes, 2006), (Cox, 1996) y (Parra, Rivera, Gonzalez, Dellarossa, & Orellana, 1982). Posteriormente, se realizaron los cálculos correspondientes para expresar los resultados en número de organismos por centímetro cuadrado (org/cm2).
3. MACROINVERTEBRADOS BENTÓNICOS: Para la recolección de macroinvertebrados bentónicos, se utilizó la red Surber con marco de 30cm x 30cm. La red se ubicó con la abertura en dirección contraria a la corriente, barriendo el fondo demarcado por la red y desplazando los sedimentos dentro del cono. Se ubicaron diez puntos dentro de un transecto de 100m de longitud. Una vez recolectada la muestra se depositó el contenido en una bolsa plástica y enseguida se procedió a fijar la muestra con solución Kew (Previo a la preservación de la muestra de macroinvertebrados y con el fin de evitar la contracción de los organismos facilitando su identificación en el laboratorio, se agregan dos o tres gotas de Cloruro de Magnesio). Las muestras colectadas se rotularon y almacenaron para su transporte al laboratorio. Cada una de las muestras colectadas fue pasada por un tamiz de 0,5mm y el material retenido fue vertido en bandejas de fondo blanco para la fácil visualización de los organismos macroinvertebrados. Los individuos se separaron con ayuda de pinzas, agujas entomológicas y lupas, fueron almacenados en viales de vidrio de aproximadamente 20ml y preservados con alcohol al 70%. El material colectado se identificó utilizando estereoscopio y las claves taxonómicas especializadas de (Roldan G. , 1988), (Thorp & Covich, 2001) y (Merrit & Cummins, 1996). Los resultados se expresaron como organismos por metro cuadrado (org/m2).
4. MACRÓFITAS: Para el muestreo de macrófitas se debe trazar un transecto de 100m, el cual se divide en cinco secciones de 20 m. En cada sección se ubican 2 zonas donde se evidencie la presencia de macrófitas para colocar un cuadrante de 1m X 1m y registrar la abundancia de estos organismos en dicha área. Se estimó el porcentaje de cobertura para cada especie por área muestreada y del espejo de agua a partir de los datos de campo, imágenes y fotografías, utilizando los datos suministrados por los cuadrantes y las medidas del transecto muestreado.
5. ICTIOFAUNA: Para caracterizar la comunidad íctica de los cuerpos de agua lénticos y lóticos dentro del proyecto se realizarán faenas de pesca encaminadas a la captura de la mayor cantidad de especies tanto de hábitos diurnos como nocturnos. Para el caso de los cuerpos de agua lóticos, caños y quebradas, no fue necesario la realización de monitoreos nocturnos debido al uso de la electropesca (Exceptuando el río Magdalena), método con el cual se procura capturar todos los especímenes presentes en el cuerpo de agua sin importar sus hábitos. Con respecto a los cuerpos de agua lénticos y el río Magdalena, se realizaron faenas de pesca en horario nocturno, contemplando seis horas de muestreo en jornada crepuscular (15:00 a 20:00). Los monitoreos se llevaron a cabo a lo largo de transectos con una extensión lineal de 200 a 500 metros, en dirección contraria a la corriente (río arriba), haciendo énfasis en la obtención de muestras para todos los microhábitats identificados visualmente en cada sector (Barbour et al., 1999, Bower y Piller, 2015, Troia y Gido 2015), utilizando simultáneamente varios implementos de pesca tanto activos: Atarraya, Red de arrastre, Electropesca, Nasa o jama, como pasivos: Anzuelos, trasmallos, en función de la idoneidad de su implementación, de acuerdo a los atributos morfológicos y físicos del sector a muestrear. El esfuerzo de pesca destinado en cada estación de colecta fue de una hora de muestreo activo (operación de redes móviles), y de seis horas (para el caso de redes estacionarias), las cuales fueron continuamente inspeccionadas cada hora desde su instalación, hasta su remoción. En cada sector (estación de colecta), previo a la ejecución de los muestreos, se registrarán las coordenadas, se documentará a través de fotografías de alta resolución (no inferiores a 10 Megapíxeles), el aspecto y condiciones del trecho del río (aguas arriba y aguas abajo) y de ambas márgenes y se registrarán los siguientes parámetros fisicoquímicos: temperatura del aire y del agua, oxígeno disuelto, pH, conductividad eléctrica, salinidad y porcentaje de saturación de oxígeno (se sugiere para su medición Hydrolab internally monitoring MiniSonde - Hach Hydromet, Loveland, CO, USA - o instrumento equivalente), así como la turbidez (se sugiere para su medición Hanna microprocessor turbidity meter o instrumento equivalente), velocidad del agua, profundidad máxima, composición del sustrato, proporción de cobertura estructural en los cuerpos de agua (e.g. troncos sumergidos, ramas, hojarasca, vegetación acuática, vegetación terrestre, bancos socavados, estructuras artificiales), en cada microhábitat identificado y muestreado. Los peces capturados en su mayoría fueron identificados in situ hasta el menor nivel taxonómico posible usando diferentes guías de campo y libros como Dahl (1971), Maldonado-Ocampo et al. (2005), Maldonado-Ocampo et al. (2008), Lasso et al. (2011), Mojica et al. (2012), así como la revisión de listados de especies correspondientes para la cuenca del río Magdalena, Do Nascimento et al. (2017), Jiménez-Segura et al. (2020). Preservación de los ejemplares en campo: Los ejemplares con los que no fue posible hacer la identificación taxonómica en campo, se anestesiaron con esencia de clavo (1.5-2.0 ml x 250 ml de agua), y fueron colocados en recipientes de 250 ml previamente rotulados, siendo preservados en una solución de formol al 10%, para ser transportados al laboratorio de hidrobiología de SGI, siguiendo los protocolos de preparación de ejemplares de peces para su conservación en colecciones de historia natural (IAvH). Toma de datos en campo: En cada sector (estación de colecta), se registraron en formatos de campo las coordenadas, así como el aspecto y condiciones del trecho del río (aguas arriba y aguas abajo) y de ambas márgenes, velocidad del agua, profundidad máxima, composición del sustrato, proporción de cobertura estructural en los cuerpos de agua (e.g. troncos sumergidos, ramas, hojarasca, vegetación acuática, vegetación terrestre, bancos socavados, estructuras artificiales), en cada microhábitat identificado y muestreado, complementándolo a través del registro fotográfico. A su vez se tomaron los siguientes parámetros fisicoquímicos in situ: Temperatura del aire y del agua, oxígeno disuelto, pH, conductividad eléctrica y porcentaje de saturación de oxígeno.

El presente recurso consta de 700 registros biológicos pertenecientes a los reinos Animalia (296), Plantae (144), Chromista (123), Protozoa (95) y Bacteria (42), distribuidos en 17 filos, 26 clases, 58 órdenes, 119 familias, 157 géneros y 42 especies. Del total, un 72.5% fue identificado a nivel de género, un 16.1% a nivel de especie y el 11.4% restante, identificado a niveles de familia, orden y filo. En cuanto al reino Animalia, los 296 registros biológicos se distribuyen en 8 filos, 12 clases, 27 órdenes, 64 familias, 80 géneros y 27 especies. Del total, un 50% fue identificado a nivel de género, un 24% identificado a nivel de especie y el 26% restante, identificado a niveles de familia, orden y filo.

1. Annelida
   rank: phylum
2. Arthropoda
   rank: phylum
3. Chordata
   rank: phylum
4. Gastrotricha
   rank: phylum
5. Mollusca
   rank: phylum
6. Nematoda
   rank: phylum
7. Rotifera
   rank: phylum
8. Tardigrada
   rank: phylum

El reino Plantae, cuenta con 144 registros biológicos que se distribuyen en 3 filos, 8 clases, 18 órdenes, 26 familias, 40 géneros y 12 especies. Del total, un 75% fue identificado a nivel de género y un 25% identificado a nivel de especie.

1. Charophyta
   rank: phylum
2. Chlorophyta
   rank: phylum
3. Tracheophyta
   rank: phylum

El reino Chromista cuenta con 123 registros biológicos que se distribuyen en 3 filos, 3 clases, 10 órdenes, 16 familias, 20 géneros y 1 especie. Del total, un 99.1% fue identificado a nivel de género y un 0.9% identificado a nivel de especie.

1. Cercozoa
   rank: phylum
2. Ciliophora
   rank: phylum
3. Ochrophyta
   rank: phylum

El reino Protozoa cuenta con 95 registros biológicos que se distribuyen en 4 filos, 3 clases, 3 órdenes, 6 familias, 9 géneros y 2 especies. Del total, un 92.6% fue identificado a nivel de género y un 7.4% restante, identificado a nivel de especie y filo.

1. Amoebozoa
   rank: phylum
2. Cercozoa
   rank: phylum
3. Ciliophora
   rank: phylum
4. Euglenozoa
   rank: phylum

El reino Bacteria cuenta con 42 registros biológicos que se distribuyen en 2 órdenes, 7 familias y 9 géneros. La totalidad de registros se identificó a nivel de género.

1. Cyanobacteriales
   rank: order
2. Pseudanabaenales
   rank: order

El presente estudio fue llevado a cabo en el departamento de Santander, municipio de Puerto Wilches, en jurisdicción de la Corporación Autónoma Regional de Santander (CAS).