Muestreo hidrobiológico asociado al proyecto subestación Carrieles 110/44/13.2 kV, Antioquia

Study Extent

Sampling

Method steps

1. Toma de Muestra de Perifiton (SM 10300 B; EPA 841-B-99-002, 6 PERIPHYTON PROTOCOLS). La toma de muestra de perifiton se realizó mediante el raspado de un área conocida correspondiente a 250 cm2 empleando un cuadrante plástico de 25 cm2, un cepillo de suaves y un esfuerzo de muestreo de 10 cuadrantes por estación de muestreo (Tabla 2.19). Los sustratos idóneos para realizar el raspado corresponden a rocas o troncos que presenten biopelículas. Las muestras recolectadas se depositaron en frascos boca ancha de 250 mL rotulados in situ y se fijaron con formol al 5% neutralizado con tetraborato de sodio en una proporción 1:1 para posterior transporte y análisis en el laboratorio.
2. Toma de Muestra de Plancton (SM 10200 B). La recolecta de plancton se realizó mediante un recipiente de volumen conocido y una red de plancton. Se recolectaron 60 L de agua para fitoplancton que se filtra con una red de fitoplancton cuyo ojo de malla es de 23 μm. El volumen a filtrar de zooplancton corresponde a 80 L, tanto en lénticos como en lóticos y la malla de la red debe ser de 55 μm (Tabla 2.19). El líquido colectado en el copo de las redes corresponde a la muestra recolectada y se depositó en frascos boca ancha de 250 mL y se fijó con formol al 5% neutralizado con tetraborato de Sodio en una proporción 1:1 para posterior transporte y análisis en el laboratorio.
3. Toma de Muestras de Macroinvertebrados Bentónicos La toma de muestras de macroinvertebrados bentónicos está dividida en tres fases que corresponden a la captura activa en sí o fase de recolecta, al lavado de la muestra y al proceso de preservación de la muestra. La captura activa en sí se realizó con una red Surber. El muestreo se distribuye proporcionalmente en los diferentes hábitats a lo largo del transecto, donde cada cuadrante de la red Surber se considera como una muestrea discreta, que componen en total una muestra integrada por 10 cuadrantes de 0,3 X 0,3 m de la red Surber. Las muestras recolectadas se pasan por un juego de tamices de 450 µm y de 2 mm para retirar el exceso de sedimento, detritos y rocas y luego se depositaron en una bolsa plástica rotulada con el código del punto, fecha y hora de recolecta. Las muestras de macroinvertebrados se fijaron con una solución de formol al 5% neutralizada con tetraborato de Sodio en suficiente cantidad para cubrir toda la muestra (Tabla 2.19).
4. Toma de Muestras de Macroinvertebrados asociado a macrófitas La toma de muestras de macroinvertebrados asociado a macrófitas está dividida en tres fases que corresponden a la captura activa en sí o fase de recolecta, al lavado de la muestra y al proceso de preservación de la muestra. La captura activa en sí se realizó con una red tipo D. El muestreo se distribuye proporcionalmente en los diferentes hábitats a lo largo del transecto, donde cada cuadrante de la red se considera como una muestrea discreta, que componen en total una muestra integrada por 4 cuadrantes de 0,3 X 0,3 m de la red D. Las muestras recolectadas se pasan por un juego de tamices de 150 µm y de 2 mm para retirar el exceso de sedimento, detritos y rocas y luego se depositaron en una bolsa plástica rotulada con el código del punto, fecha y hora de recolecta. Las muestras de macroinvertebrados se fijaron con una solución de formol al 5% neutralizada con tetraborato de Sodio en suficiente cantidad para cubrir toda la muestra (Tabla 2.19).
5. Toma de muestra de Peces: En cada punto seleccionado se siguieron los lineamientos del protocolo de muestreo propuesto por Maldonado-Ocampo et al. (2005), que sugiere realizar el muestreo de acuerdo con las características de cada cuerpo de agua. Atarraya (SM, 10600 B 3e): La atarraya es una red de diámetro específico de 5 m de diámetro, con un ojo de malla de mínimo 2 y pesas en el borde cubriendo en forma circular un área determinada. La atarraya se empleó realizando lanzamientos en los diferentes hábitats. Las capturas se realizaron empleando un esfuerzo por unidad de muestreo de 20 lanzamientos de la atarraya en un transecto de 100 m. Entrevista no estructurada: Las potenciales especies de peces presentes en los cuerpos de agua monitoreados fueron evaluadas mediante entrevistas no estructuradas a los pescadores de la región.
6. Fase de laboratorio • Análisis de Perifiton (SM 10300 C4) La observación de los organismos del perifiton, se realizó con un microscopio binocular marca Nikon (aumento de 40X), y corresponde a la revisión de una alícuota de 0,1 empleando una cámara de conteo Palmer-Maloney tomada de la muestra contenida en el frasco de 250 mL. Se revisó el número de campos necesarios para completar 300 individuos en total identificando los organismos al nivel taxonómico más bajo posible, para lo cual se utilizó las referencias bibliográficas de Roldan (1988 y 2003) Roldan y Ramírez (2008), y Streble & Krauter (1987) y Bicudo y Meneses, 2006). La clasificación taxonómica se basa en las propuestas de Integrated Taxonomy Information System (ITIS). En muestras demasiado diluidas se procedió a a revisar todo el volumen completo de la placa. • Análisis de Plancton (SM 10200 F y Villafañe y Reid, 1995) En laboratorio se procedió a la identificación taxonómica de los organismos recolectados mediante observación directa en un microscopio binocular marca Nikon, para lo cual las muestras fueron homogenizadas manualmente y observadas al microscopio a diferentes aumentos (Fitoplancton 40X; Zooplancton 10X). El conteo de individuos se realizó con placas Sedgwick-Rafter en el caso del zooplancton según metodología de SM 10200 (APHA, 2012) y la metodología de Paggi y Paggi, 1995. La metodología de conteo de fitoplancton se realizó siguiendo metodología de SM 10200 F y Villafañe y Reid, 1995 en una placa Palmer-Maloney. La identificación de los taxa se realizó con la ayuda de referencias bibliográficas de Roldan (1988 y 2003) Roldan y Ramírez (2008), y Streble & Krauter (1987) y Bicudo y Meneses, 2006). La clasificación taxonómica se basó en las propuestas de Integrated Taxonomy Information System (ITIS). • Análisis de Macroinvertebrados Bentónicos (SM 10500). Una vez en el laboratorio se pasó la totalidad de la muestra por un tamiz de 450 µm de diámetro de poro, para eliminar los sedimentos finos que acompañan a los macroinvertebrados siguiendo la metodología propuesta por SM 10500 (APHA, 2012). El material resultante se almacenó en bolsas plásticas transparentes, debidamente rotuladas y se agregó alcohol con rosa Rosa de bengala. Posteriormente las muestras fueron dispuestas en bandejas blancas y observadas con la ayuda de una lámpara con lupa para separar los organismos del sedimento acompañante. Los organismos separados, se identificaron taxonómicamente con ayuda de un estereoscopio binocular marca Nikon y un microscopio binocular de la misma marca. La identificación de macroinvertebrados bentónicos/macroinvertebrados acuáticos se realizó mediante el apoyo de claves y bibliografía específica para macroinvertebrados bentónicos/macroinvertebrados acuáticos de alcance global (Bouchard, 2004; Merrit et al. 2008; Commonwealth Scientific and Industrial Research Organization (Australia), 1991) y específica para Colombia (Roldán, 1988; Muñoz-Quesada, 2004; Zúñiga et al. 2004 y RuizMoreno et al. 2000 ) y Sur América (Brinkhurst y Marchese, 1991; Domínguez y Fernández, 2009; Chu, 1949) así como claves específicas para los diferentes grupos como Trichoptera (Posada-García y Roldán-Pérez, 2003; Oliveira Pes et al. 2005), Ephemeroptera (Gutiérrez y Díaz, 2015; Zúñiga et al. 2004), Coleóptera (Manzo, 2005; Epler, 2010) confirmando la clasificación actualizada propuesta por Integrated Taxonomy Information System (ITIS).

1. Plantae
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2. Chromista
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3. Animalia
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4. Protozoa
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5. Bacteria
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