Hidrobiológicos e ictiofauna de las Centrales Hidroeléctricas, Jaguas, Calderas, San Carlos, 2022-2023.
Citation
Hinestroza Blandón L M, Peláez Sánchez E, Gil Guarín I C, Carvajal-Toro S, López Cardona Y C, Londoño Velásquez J P, Estrada Posada A L (2024). Hidrobiológicos e ictiofauna de las Centrales Hidroeléctricas, Jaguas, Calderas, San Carlos, 2022-2023.. Isagen S.A. E.S.P.. Occurrence dataset https://doi.org/10.15472/mozhrs accessed via GBIF.org on 2025-02-19.Description
Esta base de datos contiene 4.544 registros de hidrobiológicos, incluyendo ictiofauna, perifiton, macroinvertebrados, fitoplancton y zooplancton. Los datos fueron recopilados a partir de muestreos realizados en áreas de influencia de las Centrales Hidroeléctricas Jaguas (7 sitios), Calderas (10 sitios) y San Carlos (7 sitios). Los muestreos se llevaron a cabo en los meses de marzo, junio, agosto, noviembre y diciembre de 2022, así como en marzo, abril, junio y octubre de 2023.
La georreferenciación de los sitios de captura se realizó conforme a los lugares autorizados en las licencias ambientales otorgadas a las Centrales Hidroeléctricas Jaguas, Calderas y San Carlos, según lo estipulado en las Resoluciones 772 de 2023, 00196 de 2022 y 02152 de 2020, emitidas por la Autoridad Nacional de Licencias Ambientales. La clasificación taxonómica de los registros en la base de datos fue depurada siguiendo los estándares aceptados por GBIF y AlgaeBase.
Durante los años 2022 y 2023 se registraron 373 taxones en los monitoreos realizados en los diferentes cuerpos de agua de las centrales Jaguas, Calderas y San Carlos. Abarcando un total de 24 clases, 73 órdenes y 187 familias. Los grupos con mayor aporte a los taxones identificados fueron los macroinvertebrados con 167 y fitoplancton con 127. Los muestreos fueron realizados por el Laboratorio de limnología y recursos hídricos de la Universidad Católica de Oriente (UCO), acreditado por el IDEAM.
Sampling Description
Study Extent
Los muestreos se realizaron en la cuenca Magdalena-Cauca, específicamente en la subcuenca del río Nare, abarcando altitudes que van desde los 175 msnm hasta los 1.773 msnm. Estos muestreos se distribuyen en 15 cuerpos de agua: Embalse San Lorenzo, río Nusito, río Nare, río San Lorenzo, río Tafetanes, embalse Tafetanes, embalse Puchiná, río San Carlos, río Guatapé, río Samaná, quebrada Santa Bárbara, quebrada Los Medios, río Calderas, embalse Calderas, quebrada La Arenosa. Todos estos cuerpos de agua se ubican en el departamento de Antioquia, cubriendo seis municipios: San Roque, Alejandría, San Rafael, Santo Domingo, Granada y San Carlos. Todos los sitios de muestreo se encuentran dentro del área de influencia de las centrales hidroeléctricas Jaguas, Calderas y San Carlos.Sampling
Para ictiofauna, se adoptó una metodología de muestreo basada en captura y liberación, utilizando atarraya y pesca eléctrica en los lugares accesibles con el equipo. Se buscó muestrear la mayor cantidad de hábitats posibles para optimizar la representatividad taxonómica. La identificación de las especies se llevó a cabo en campo. Para el muestreo de fitoplancton y zooplancton, se empleó una metodología de recolección utilizando una botella Schindler, seguida de la fijación de los organismos para su posterior identificación ex situ. Las muestras fueron recolectadas a tres profundidades específicas: subsuperficie, estrato medio y límite inferior de la zona fótica. Para el perifiton, se empleó una metodología de muestreo basada en la colecta mediante raspado, seguida de la fijación de los organismos para su posterior identificación ex situ. Los raspados se realizaron en 10 sustratos diferentes con el objetivo de asegurar una representación taxonómica más completa. Para los macroinvertebrados, se utilizó una metodología de captura mediante una red triangular. Posteriormente, las muestras fueron fijadas para su determinación taxonómica en laboratorio.Quality Control
Los taxones fueron identificados por el Laboratorio de Limnología y Recursos Hídricos de la Universidad Católica de Oriente (UCO), acreditado por el IDEAM, utilizando claves taxonómicas específicas para cada grupo: Ictiofauna: Regan (1904), Eigenmann (1913), Eigenmann (1922), Eigenmann (1927), Dahl (1971), Gery (1977), Maldonado Ocampo et al., (2005) Donascimiento et al. (2022) Fitoplancton y algas perifiton: Prescott (1962), Bicudo y Bicudo (1970), Ramírez (2000), González et al. (2003), Andries (2005), Bicudo y Menezes (2008), Guiry y Guiry (2023) Zooplancton: Koste (1978), Sendacz y Kubo (1982), Reid (1985), Gaviria (1994), Alonso (1996), El Moor-Loureiro (1997), Elías et al. (2008) Macroinvertebrados: Correa (1980), McCafferty (1981), Álvarez (1982), Arango (1983), Bedoya (1984), Machado (1989), Domínguez et al. (1992), Spangler et al. (1992), Wiggins (1996), Posada y Roldán (2003), Manzo (2005), Manzo y Archangelsky (2008), Domínguez et al. (2009) Posteriormente, se digitalizó cada registro en una base de datos en Excel. Finalmente, la validación de los nombres científicos se realizó utilizando la base de datos AlgaeBase (Guiry y Guiry, 2023) y la herramienta Data Validator del GBIF, asegurando su conformidad con los estándares taxonómicos aceptados.Method steps
- Para el estudio de la ictiofauna, se estandarizó el esfuerzo de pesca por área de muestreo utilizando dos métodos: atarraya y pesca eléctrica. El muestreo con atarraya se realizó empleando un equipo de 3 m de diámetro, con malla de 1 cm y un peso de 5,9 kg, el cual se lanzó hasta un máximo de 15 veces durante 40 minutos, ajustando el esfuerzo según lo permitiera el tramo de muestreo. Adicionalmente, se utilizó un equipo de pesca eléctrica Samus, modelo 725, alimentado por una batería de 12 V y 7.5 amperios. Los muestreos se efectuaron desde las riberas hacia el centro del cauce, en áreas accesibles que sirven como refugio para los peces en ríos torrentosos. La pesca eléctrica se aplicó en el mismo tiempo y área, con el objetivo de muestrear la mayor diversidad de hábitats posible. Los peces capturados se almacenaron en bolsas con agua del río, realizando recambios constantes para mantener su integridad. Posteriormente, fueron identificados en campo mediante el uso de claves taxonómicas.
- Para el muestreo de fitoplancton, se utilizaron botellas Schindler, recolectando muestras a tres profundidades representativas dentro de la zona fótica en cada sitio de muestreo: la subsuperficie, el punto medio de la zona fótica, y el límite inferior de esta. Las muestras fueron integradas en un balde cubierto para evitar la exposición a la luz, posteriormente almacenadas en recipientes plásticos de 500 ml y fijadas con Lugol. Antes del conteo, cada muestra fue homogeneizada mediante agitación manual, y se extrajo una submuestra de 100 ml para sedimentación durante un mínimo de 24 horas. El conteo de fitoplancton se realizó utilizando un microscopio invertido con una magnificación total de 400X. Se analizaron 30 campos de visión seleccionados de forma aleatoria, conforme a una tabla de números aleatorios previamente preparada. Los resultados fueron expresados en individuos/ml, siguiendo la metodología descrita por Lipps,et al.(2022). Al concluir el conteo, se llevó a cabo un análisis cualitativo en el que se revisó toda la cámara de sedimentación; los taxones que no fueron observados en el análisis cuantitativo recibieron un valor asignado de 1.
- Para zooplancton se usó una botella Schindler de 5 L, integrando un volumen total de 15 L de muestras de tres profundidades de la zona fótica (subsuperficie, parte central y límite). Las muestras se concentraron mediante un tamiz de 25 µm y se almacenaron en tubos Falcon de 50 ml. Se añadió agua carbonatada inmediatamente después de verter las muestras, y aproximadamente media hora después se fijaron con solución Transeau. Para determinar la densidad de las especies zooplanctónicas, se utilizó una cámara Sedgwick-Rafter y un microscopio óptico. Se agitaron las muestras y se analizaron tres submuestras de 2 ml cada una, contando todos los individuos observados. En casos de baja densidad (< 80 individuos en la primera alícuota), se contaron las muestras en su totalidad, permitiendo reposar para tomar las alícuotas necesarias del sedimento. El número de organismos encontrados y el volumen filtrado se emplearon para estimar la densidad de cada especie por litro.
- El muestreo de perifiton se llevó a cabo en 10 sustratos sumergidos en el lecho de la corriente, distribuidos a lo largo de un trayecto de aproximadamente 150 m en cada estación. Se utilizó cepillos plásticos para remover el material adherido de los sustratos, aplicando cuadrantes de 10 cm² hasta obtener un raspado total de 100 cm² por estación. Las muestras recolectadas se fijaron en una solución de lugol al 10% y se mantuvieron en oscuridad hasta su análisis en el laboratorio. Antes del conteo, cada muestra se homogeneizó mediante agitación manual y se extrajo una submuestra de 1.0 ml. Para asegurar comparaciones válidas, el volumen de cada muestra se ajustó a una cantidad uniforme. El conteo se realizó en una cámara de Kolwitz bajo un microscopio invertido a 400X, analizando 30 campos o más seleccionados al azar mediante una tabla de números aleatorios, hasta lograr un porcentaje de error menor al 15%. Los resultados se expresaron en individuos/cm². En casos de baja densidad, donde no se encontraban taxones, se recorrió la cámara y se asignó un valor de 1 a cada taxón encontrado.
- Para macroinvertebrados se realizó un muestreo semicuantitativo utilizando una red triangular a lo largo de un trayecto de 100 m en cada estación. En el campo, se separaron algunos organismos, mientras que el resto del material se empacó en bolsas plásticas. Se añadió agua carbonatada (soda) inmediatamente después de verter la muestra en la bolsa, y aproximadamente media hora después se fijó con alcohol al 96% para la separación de macroinvertebrados en el laboratorio. Después de separar los organismos del material recolectado en el campo, se almacenaron en frascos de PET cristal. Luego, las muestras fueron identificadas en un estereoscopio hasta el rango taxonómico más específico posible y se contó el número de organismos.
Additional info
Este conjunto de datos fue publicado con el respaldo del proyecto CESP “OpenPSD – Engage and Promote the Private Sector in Open Biodiversity Data Publication (ID CESP2019-004)”, en alianza con la Asociación Nacional de Empresarios de Colombia (ANDI) a través de su iniciativa “Biodiversidad y Desarrollo” (Datos abiertos sobre biodiversidad desde el sector empresarial). Expresamos nuestro agradecimiento por la colaboración y el incentivo brindado para la difusión de datos desde el sector empresarial.Taxonomic Coverages
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Siluriformesrank: order
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Centrarchiformesrank: order
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Geographic Coverages
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