Muestreo hidrobiológico asociado al Estudio de Impacto Ambiental (EIA) área de desarrollo Boranda

Study Extent

El área de desarrollo Boranda y su área de influencia se encuentran delimitado por dos (2) grandes biomas, el Pedobioma del Zonobioma húmedo tropical y el gran bioma del Zonobioma húmedo tropical, a nivel de biomas el proyecto cuenta con tres (3) biomas: el Helobioma Magdalena medio y depresión Momposina, Hidrobioma Magdalena medio y depresión Momposina y Zonobioma Húmedo Tropical Magdalena medio y depresión Momposina. A nivel de ecosistemas acuáticos es importante resaltar la importancia del Hidrobioma Magdalena medio y depresión Momposina, compuesto por las áreas húmedas continentales y zonas pantanosas (Sistemas lenticos), así como los sistemas lóticos del Magdalena medio y la depresión Momposina.

Sampling

La caracterización se llevó a cabo en 30 puntos de monitoreo entre los días 15 y 27 de noviembre de 2019 para la época de lluvias y del 15 al 24 de enero de 2020 para la época seca en los cuerpos de agua susceptibles del área de influencia del proyecto. Los parámetros monitoreados fueron Fitoplancton, Zooplancton, Perifíton, Comunidad Bentónica, Ictiofauna y Macrófitas acuáticas. Los monitoreos fueron realizados por la empresa MCS Consultoría y Monitoreo Ambiental S.A.S. De acuerdo con lo anterior, los análisis de cada uno de los parámetros monitoreados y el procedimiento de muestreo está acreditado por el IDEAM, en cumplimiento del Decreto MADS 1076 de 2015, Capitulo 9, Sección 1. De acuerdo con lo anterior, los análisis de cada uno de los parámetros monitoreados y el procedimiento de muestreo está acreditado por el IDEAM según Resolución 1809 del 20 de diciembre del 2019.

Method steps

1. FITOPLANCTON: Las muestras fueron tomadas con la ayuda de una red de plancton, con diámetro de ojo de malla de 23 μm, que permite la colecta de organismos mayores a este diámetro, además de la concentración de la muestra. Se utilizó un recipiente de volumen de agua conocido (balde de 10 L) para efectuar la filtración de la muestra por la red (100L). Esta consta de un cono o colector ubicado en la parte inferior, en el cual se concentran los organismos colectados. Posterior a la filtración, se prosiguió con el almacenamiento de las muestras en frascos ámbar, las cuales fueron fijadas utilizando solución Transeau en proporción 1:1 por volumen de muestra; adicionalmente se agregaron unas gotas de Lugol para facilitar la identificación en el laboratorio. Por último, se procedió con la marcación y almacenamiento en las neveras de icopor. El recuento e identificación de los organismos se realizó utilizando una placa Sedgwick-Rafter. Se contabilizaron los organismos encontrados en varias tiras de visión, mediante barridos en zigzag, utilizando un microscopio de luz compuesto, en un aumento de 40X; teniendo en cuenta la metodología propuesta en los textos de la APHA-AWWA-WPCF; APHA (American Public Health Association), AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods 23rd SM 1060-A, Edition (2017). La identificación y ubicación taxonómica se realizó con base en claves taxonómicas, dibujos y descripciones como la de Edmondson (1959), Needham & Needham (1962), Bicudo & Bicudo (1970), Prescott (1970), Bourrelly (1972 y 1981), Pennak (1978), Parra et al. (1982), Anagnostidis & Komarek (1986, 1989), Krammer y Lange-Bertalot (1987), Roldán (1989), Lopretto & Tell (1995), Lange (2007), Bicudo y Meneses (2006), entre otros y el Integrated Taxonomic Information System (ITIS).
2. ZOOPLANCTON: La colecta de las muestras se efectuó de forma similar al fitoplancton, con la ayuda de una red de plancton de mayor micraje (55 μm), ya que el tamaño de estos organismos es superior al del fitoplancton, filtrando un total de 100L. Una vez tomadas las muestras se procedió a depositarlas en los frascos debidamente etiquetados. Posteriormente, se agregó un agente narcótico (soda), adicionando a la muestra trazas de bórax que evita o reduce la contracción o distorsión de los organismos. Una vez narcotizados y luego de 30 minutos, se añadió la solución conservante o fijadora (Etanol 70%) para su posterior traslado al laboratorio.
3. PERÍFITON: La colecta de las muestras se efectuó raspando los sustratos naturales presentes en las estaciones monitoreadas (troncos, piedras y hojas), en un área conocida (cuadrante de perifíton de 7,82 cm2) con un cepillo. Posteriormente, el material acumulado se disolvió en un frasco de vidrio ámbar que contenía solución Transeau (conformada por agua destilada, alcohol al 90% y formol al 40%, mezclados en proporción 6:3:1) y se le agregaron unas gotas de Lugol para facilitar su identificación en el laboratorio. Las muestras fueron marcadas, registradas en las planillas de campo y almacenadas en una nevera de icopor para su posterior traslado al laboratorio.
4. COMUNIDAD BENTÓNICA: Las muestras fueron colectadas con una red Surber de diámetro de ojo de malla de 300 μm. La red fue depositada sobre el sustrato con la abertura en dirección contraria a la corriente, para así barrer el fondo desplazando los sedimentos dentro del cono, este procedimiento se realizó 10 veces. El material colectado fue depositado en bolsas de seguridad, fijado con la solución Transeau y teñido con el colorante Rosa de Bengala. Una vez colectadas las muestras, se rotularon y almacenaron en una nevera de icopor, una vez se realizó su respectivo registro, cumpliendo con los requisitos expuestos en las planillas de campo. Las muestras colectadas de macroinvertebrados acuáticos, se separaron en tamices de diferente micraje (500 μm y 1,18 mm) y se analizaron sobre bandejas esmaltadas blancas, cajas de petrí y portaobjetos con ayuda de un microscopio de luz o estereoscopio (aumentos de 10x y 40x), según la necesidad. Para la identificación se utilizó bibliografía especializada como: Mc Cafferty (1983), Roldán (1988; 2003), claves de la APHA (1992) y Cummins & Merrit (1996) e Integrated Taxonomic Information System (ITIS).
5. ICTIOFAUNA: La toma de muestra de la comunidad íctica se realizó empleando una red de arrastre y una atarraya, realizando un esfuerzo de muestreo de una hora. Los datos de los organismos capturados fueron registrados en los formatos de campo. La identificación de los organismos se efectuó hasta el nivel más bajo posible con ayuda de bibliografía especializada como Dahl & Medem (1964), Dahl (1971), Miles (1971), Román (1995), Galvis et al. (1997), Maldonado-Ocampo et al. (2005) e Integrated Taxonomy Information System (ITIS). Para este fin, se utilizó equipo óptico (micro y estereoscopio en aumentos entre 10 y 40X), según los requerimientos del espécimen, teniendo en cuenta caracteres meriticos y de pigmentación.
6. MACRÓFITAS ACUÁTICAS: La toma de macrófitas acuáticas se realiza manualmente, con todas las estructuras posibles (raíces, hojas, etc.) que faciliten su identificación. Además, se realiza un registro fotográfico de todas las especies presentes en las estaciones muestreadas y se registró el porcentaje de cobertura para cada morfo-especie encontrada, en un cuadrante de 1 m2, actividad que es replicada seis 6 veces. Sin embargo, debido a la disminución de caudal y la zona de interface tierra- agua se encontró sin formaciones vegetales acuáticas. La identificación se basó en la observación de las estructuras vegetativas y florales de las plantas, y la revisión de fotografías para observar y detallar características no perdurables como el color, para la identificación de familias con ayuda de la clave taxonómica (Gentry, 1993) y la realización de la fórmula floral para la identificación de géneros y especies (Velásquez, 1994). Cuando fue necesario se diseccionaron las macrófitas con la ayuda de un estereoscopio (aumentos de 0,65X a 6X), pinzas y agujas finas; teniendo en cuenta la metodología propuesta en los textos de la APHA-AWWA-WPCF; APHA (American Public Health Association, AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods 23rd Edition (2017) e Integrated Taxonomy Information System (ITIS).

602 registros biológicos pertenecientes al reino Chromista, distribuidos en 6 clases, 18 órdenes, 24 familias y 31 géneros. La totalidad de registros se identificó a nivel de género.

1. Bacillariophyceae
   rank: class
2. Coscinodiscophyceae
   rank: class
3. Dinophyceae
   rank: class
4. Mediophyceae
   rank: class
5. Synurophyceae
   rank: class
6. Xanthophyceae
   rank: class

341 registros biológicos pertenecientes al reino Plantae, distribuidos en 7 clases, 27 órdenes, 35 familias, 43 géneros y 3 especies. Del total, un 85.6% fue identificado a nivel de género, un 12.6% identificado a nivel de familia y el 2.2% restante, identificado a nivel de especie

1. Chlorophyceae
   rank: class
2. Conjugatophyceae
   rank: class
3. Florideophyceae
   rank: class
4. Liliopsida
   rank: class
5. Magnoliopsida
   rank: class
6. Polypodiopsida
   rank: class
7. Ulvophyceae
   rank: class

315 registros biológicos pertenecientes al reino Animalia, distribuidos en 6 filos, 13 clases, 26 órdenes, 54 familias, 85 géneros y 20 especies. Del total, un 61.9% fue identificado a nivel de género, un 17.1% identificado a nivel de familia, un 9.8% a nivel de especie y un 11.2% restante, identificado a otras categorías taxonómicas.

1. Annelida
   rank: phylum
2. Arthropoda
   rank: phylum
3. Chordata
   rank: phylum
4. Mollusca
   rank: phylum
5. Nematoda
   rank: phylum
6. Rotifera
   rank: phylum

194 registros biológicos pertenecientes al reino Protozoa, distribuidos en 3 clases, 3 órdenes, 7 familias, 11 géneros y 3 especies. Del total, un 67% fue identificado a nivel de género y un 33% identificado a nivel de especie.

1. Euglenophyceae
   rank: class
2. Filosia
   rank: class
3. Lobosa
   rank: class

43 registros biológicos pertenecientes al reino Bacteria, distribuidos 5 ordenes, 8 familias y 9 géneros. La totalidad de los registros se identificó a nivel de género.

1. Chroococcales
   rank: order
2. Nostocales
   rank: order
3. Oscillatoriales
   rank: order
4. Spirulinales
   rank: order
5. Synechococcales
   rank: order

El Área de Desarrollo Boranda cuenta con una extensión de 16.336,18 ha (hectáreas), la cual está ubicada en jurisdicción de los municipios de San Alberto (Cesar), La Esperanza (Norte de Santander) y Rionegro (Santander).